Erszowa I.B., Osychnyuk L.M., Mochalowa A.A., Instytucja Państwowa „Państwo Ługańsk Uniwersytet medyczny”, Katedra Pediatrii z Zakażeniami Dziecięcymi.
Artykuł został opublikowany w czasopiśmie „Actual Infectology”, nr 2 (3), 2014.
Zasób informacyjny „Wydawnictwo Zaslavsky” www.mif-ua.com

W artykule opisano metody diagnozowania inwazji robaków: mikroskopowe, immunoenzymatyczne, serologiczne, reakcja łańcuchowa polimerazy, diagnostyka biorezonansowa, hemoskanowanie, a także instrumentalne (badanie ultrasonograficzne i rentgenowskie, tomografia komputerowa) i laboratoryjne, które mają znaczenie pośrednie ( analiza kliniczna badanie krwi, badanie wątroby, badanie stolca na dysbakteriozę). Opisano zalety metod, ich wady oraz wiarygodność uzyskanych danych. Proponowane są kwestionariusze dla pacjentów w celu określenia ryzyka zakażenia robakami pasożytniczymi. Opisano zalety metod, ich wady oraz wiarygodność uzyskanych danych. Proponowane są kwestionariusze dla pacjentów w celu określenia ryzyka zakażenia robakami pasożytniczymi.

Robaki mają negatywny wpływ na organizm człowieka. Prowadzą do alergii, rozwoju polihipowitaminozy, makro- i mikroelementoz, upośledzenia hematopoezy i przepuszczalności naczyń, nierównowaga hormonalna. Helminthiases przyczyniają się do formacji choroby przewlekłe(zapalenie pęcherzyka żółciowego, kamica żółciowa, zapalenie trzustki, zapalenie okrężnicy, cukrzyca, astma oskrzelowa, atopowe zapalenie skóry), zaburzenia psychoemocjonalne ( chroniczne zmęczenie drażliwość, lęk, nadpobudliwość u dzieci), niedokrwistość itp. Przy długotrwałej inwazji robaków może się rozwinąć wtórny niedobór odporności.

Czujność lekarzy wobec robaczyc w populacji jest obecnie niewystarczająca, a profilaktyka ogranicza się do leczenia zidentyfikowanych zarażonych pacjentów.

Diagnoza robaczyc na podstawie klinicznych danych epidemiologicznych i laboratoryjnych. Znaki takie jak zespół asteniczny, pokrzywka nawracająca, upośledzona regeneracja skóry i błon śluzowych, trudne do leczenia atopowe zapalenie skóry i zespół obturacyjny oskrzeli, polilimfadenopatia i hepatosplenomegalia niewiadomego pochodzenia, wegetacje gruczołowe II-III stopnia, język „geograficzny”, zmniejszony lub selektywny apetyt, niestabilne krzesło, może wskazywać na obecność robaków.

Na badanie serologiczne określić obecność przeciwciał przeciwko robakom pasożytniczym (niezawodność - około 60%): w przypadku podejrzenia bąblowicy, wągrzycy, włośnicy, toksokarozy, szeroko stosowane są hemaglutynacja pośrednia, aglutynacja lateksu, wiązanie dopełniacza, reakcje immunofluorescencyjne.
Nie we wszystkich przypadkach metody oznaczania swoistych przeciwciał mają wystarczającą specyficzność i niezawodność. Skład antygenowy robaka zależy nie tylko od gatunku, ale także od etapu; przechodzenie przez złożony cykl rozwoju od jajka do dorosły, robaki zmieniają skład antygenowy. Ponadto w reakcjach immunodiagnostycznych wykorzystuje się przeciwciała somatyczne, a w organizmie gospodarza przeciwciała wytwarzane są głównie przeciwko wydalaniom i wydzielinie robaków. Niespecyficzne uczulenie organizmu, powszechność niektórych antygenów przywr, pierwotniaków i ludzi powoduje wysoki odsetek fałszywie dodatnich reakcji w mianach poniżej wiarygodnych diagnostycznych.

Metoda oznaczania robaków za pomocą reakcja łańcuchowa polimerazy jest wysoce specyficzny i bardzo wrażliwy, ale ze względu na wysoki koszt i złożoność nie może być badaniem przesiewowym, gdy na przykład należy zbadać grupę dzieci z placówki dziecięcej.

Układ odpornościowy nie zawsze reaguje (rozpoznaje i niszczy) na obecność robaków w organizmie. Dzieje się tak, ponieważ niektóre robaki mają mocną i odporną chemicznie kapsułkę lub są pokryte substancją, która nie jest rozpoznawalna. układ odpornościowy; zlokalizowane w tkankach najbardziej chronionych przed reakcjami zapalnymi, na przykład w rdzeniu kręgowym; wiele ich rodzajów przewód pokarmowy wydzielają antyenzymy, co ratuje je przed śmiercią; mieć długą oczekiwaną długość życia (przez lata, a czasem do śmierci samej osoby); żywią się glikolizą czystych węglowodanów; posiadać takie urządzenia jak przyssawki, haczyki itp., które przyczyniają się do fiksacji wewnątrz ciała; wiele gatunków ma rozmnażanie płciowe, w którym następuje wymiana informacji genetycznych, co prowadzi do wzrostu niejednorodnej populacji, zmniejszenia podatności; posiadać wysoki poziom płodność.

Na ultradźwiękowy , Badanie rentgenowskie narządów Jama brzuszna , tomografii komputerowej może zidentyfikować znaki pośrednie robaczyce: powiększenie wątroby i śledziony, nierówny miąższ wątroby i śledziony z powodu niewielkich sygnałów hiperechogenicznych, Węzły chłonne u bram śledziony i samych robaków (echinokoków, splątków jelitowych robaków itp.).

Hemoscanning - jakościowe badanie krwi za pomocą potężnego mikroskopu ciemnego pola, można zobaczyć stan komórek krwi (kształt, wielkość, aktywność, kolor itp.), obecność niespecyficznych pierwiastków i substancji - wszystko to bezpośrednio lub pośrednio wskazuje na obecność robaków w ciele. Obraz wyświetlany jest na ekranie monitora za pomocą wbudowanej kamery wideo w mikroskopie. Ta metoda diagnostyczna ma wysoką niezawodność.

Laboratorium pośrednie oznaki robaczyce może wystąpić niedokrwistość, bazofilia, eozynofilia, wzrost poziomu aminotransferazy asparaginianowej. Tak więc, w przypadku toksokarozy, na tle uporczywego wykrycia wykryto reakcję białaczkową eozynofili (ponad 20%) zespół alergiczny(atopowe zapalenie skóry z silnym swędzeniem i opornością na tradycyjna terapia, ciężka astma oskrzelowa). Ucisk normalnych coli w analizie kału pod kątem dysbakteriozy może również wskazywać na możliwą robaczycę.

Biorąc pod uwagę występowanie helminthiases, sugerujemy kwestionariusz w celu określenia ryzyka zakażenia robakami pasożytniczymi.

• Pływanie w słodkiej wodzie.
• Nie myj rąk przed jedzeniem mydłem i gorącą wodą.
• Woda pitna z niezweryfikowanych źródeł.
• Zjedz domowy smalec z pasemkami mięsa.
• Jedz solone ryby.
• Jedz niedogotowane mięso (z krwią).
• Jedz niefabryczny lekko solony kawior.
• Nie myć jajka kurze z mydłem.
• Nie myj bananów, pomarańczy, mandarynek przed użyciem.
• Nawozić swój ogród obornikiem.
• Jedz warzywa prosto z ogródka.
• Jedz owoce i jagody prosto z ogródka.
• Spożywaj opadłe owoce.
• Nie zalewaj wszystkich zieleni wrzątkiem do sałatek.
• Przechowuj marchewki w piasku zabranym z podwórka.
• Chodź boso po trawie.
• Członkowie rodziny mieli plagi robaków.
• Rodzina ma psa lub kota.

Za każdą odpowiedź TAk„- 2 punkty”, czasami" - jeden, " Nie» - 0. Przy wyniku 0-5 prawdopodobieństwo infekcji jest znikome, 6-12 - możliwa infekcja, 13-25 - wysokie prawdopodobieństwo, powyżej 25 punktów - bardzo wysokie. W przypadku dwóch ostatnich wyników konieczne jest regularne badanie i ewentualnie leczenie zapobiegawcze.

Ponieważ objawy kliniczne robaczyce nie zawsze są specyficzne, a w początkowych stadiach - niespecyficzne, oferujemy kwestionariusz dla pacjentów samodiagnoza robaczyce.

• Rano w odbycie pojawia się swędzenie.
• Nudności rano podczas mycia zębów.
• Obieranie palców rąk i nóg, z złuszczaniem warstw skóry.
• Wysypka alergiczna na skórze, swędząca skóra.
• Peeling i obrzęk powiek.
• Zwiększone zmęczenie, letarg, senność.
• Zwiększone uczucie głodu.
• Uczucie dyskomfortu w jamie brzusznej.
• Utrata wagi.
• Obecność wielu przewlekłych chorób narządów przewód pokarmowy, stawy, układ oskrzelowo-płucny.
• Zły stan zdrowia, brak oficjalnej diagnozy, przedłużające się nieskuteczne leczenie.
• Okresowy wzrost temperatury, któremu towarzyszy ból mięśni i stawów.

Odpowiadać " TAk» co najmniej 2–3 pytania mówią o wysokie prawdopodobieństwo infekcje robaków.

WNIOSKI

1. Wł. obecny etap nie ma metod laboratoryjnych do badania robaczycy, które są w 100% wiarygodne.

2. Polimeraza reakcja łańcuchowa i diagnostyka biorezonansowa.

BIBLIOGRAFIA

Skuteczną i wygodną metodą badań helmintologicznych jest badanie grubego rozmazu według Kato, którego istotą jest wykrycie jaj robaków w gęstej rozmazie kału, sklarowanej gliceryną i zabarwionej zielenią malachitową. Skład mieszaniny Kato to 6 ml 3% wodnego roztworu zieleni malachitowej, 500 ml gliceryny, 500 ml 6% roztworu fenolu. Roztwór jest stabilny i można go przechowywać w temperaturze pokojowej. W celu przygotowania preparatów na szkiełko, pokryte warstwą hydrofilowego celofanu starzonego w mieszaninie Kato przez 24 godziny, nanosi się kawałki kału wielkości grochu i dociska do szkła w celu równomiernego rozprowadzenia materiału. Rozmazy klarowane przez 40-60 minut są badane mikroskopowo. Wykryte jaja robaków są liczone i cechy morfologiczne określić ich gatunek. Metoda pozwala ujawnić jaja ascaris, włosogłówki, tasiemców, przywr, w mniejszym stopniu - tęgoryjca i tasiemca karłowatego.

Również szeroko stosowany metody wzbogacania. Zasadą metod flotacji jest zawieszenie kału w roztworze soli, który ma wyższą gęstość względną w porównaniu z jajami robaków, w wyniku czego unoszą się one na powierzchnię. Zawartość filmu powierzchniowego bada się pod mikroskopem. Jako mieszaniny wzbogacające stosuje się roztwory: sól kuchenna - 400 g w 1 litrze wody (gęstość względna wg Fülleborn -1,18); azotan sodu - 1 kg na 1 litr wody (gęstość względna według Kalantaryana-1,38), azotan sodu - 900 gi azotan potasu - 400 g na 1 litr wody (gęstość względna według Brudastova i Krasnonosa-1,48). gotowane i chłodzone.
Do badań do szklanki lub szkła fajansowego wprowadza się 5-10 g kału, dodaje się do niego 100-200 ml. roztwór soli i dokładnie wymieszaj. Następnie duże cząstki, które wypłynęły na powierzchnię, są usuwane drewnianą szpatułką lub szufelką wykonaną z papieru lub tektury, a szeroki szklany preparat jest natychmiast nakładany na folię powierzchniową, tak aby roztwór soli fizjologicznej i szklany preparat były całkowicie w kontakcie. Po 30-40 minutach sedymentacji mieszaniny, szkiełko wyjmuje się, umieszcza pod mikroskopem filmem do góry i dokładnie bada całą powierzchnię. Aby uniknąć wysychania, możesz dodać 2-3 krople 50% roztworu gliceryny. Folię powierzchniową można również usunąć za pomocą drucianej pętli. Wydajność metod flotacji wzrasta wraz ze wzrostem gęstości względnej roztworów soli. Za pomocą tych metod można wykryć jaja nicieni, tasiemców i przywr.

Do wykrywania jaj w kale stosuje się metodę sedymentacji Krasilnikowa.. Kał miesza się z 1% roztworem detergentu (proszek do prania Lotos itp.) w stosunku 1:10, aż powstanie zawiesina. Pod wpływem detergentu rozpuszczają się różne składniki kału (białka, tłuszcze, elementy tkankowe). Po 30 minutach zawartość probówki wytrząsa się przez 1-2 minuty, po czym odwirowuje przez 5 minut. Preparaty są przygotowywane z osadu i oglądane pod mikroskopem.
W warunkach polowych, a także podczas masowych badań populacji pod kątem inwazji robaków, wygodnie jest stosować metodę gęstego rozmazu Kato. W warunki stacjonarne podczas badania pacjentów preferowane jest stosowanie najskuteczniejszych metod flotacji. Stosując te metody podczas mikroskopii, wskazane jest liczenie znalezionych w preparacie jajeczek. Z zastrzeżeniem standardowej wagi lub objętości przyjętej do badania kału (na przykład 1 łyżeczka lub łyżka stołowa) i stałej pojedynczej objętości roztworów soli, można z grubsza ocenić intensywność inwazji. Ten zapis ilościowy może być przydatny w uzasadnieniu przepisanego leczenia i ocenie skuteczności odrobaczania. Ponadto do ustalenia intensywności infekcji można zastosować inne dokładniejsze metody ilościowe, w szczególności metodę Stolla.

Do diagnostyki teniarhynchosis i enterobiasis zastosować metodę badań zeskrobin okołoodbytniczo-odbytniczych. Za pomocą drewnianej szpatułki zanurzonej w 50% roztworze gliceryny rano wykonuje się skrobanie z fałdów okołoodbytniczych przed wypróżnieniem w kółko odbyt oraz niższe dywizje odbytnica. Otrzymany materiał, oczyszczony szpatułką z krawędzią szkiełka nakrywkowego, umieszcza się na szkiełku w kropli 50% roztworu glicerolu, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i bada pod mikroskopem. Można również zbadać pasek taśmy celulozowej, który najpierw dociska się stroną samoprzylepną do fałd odbytowych, a następnie umieszcza na szkiełku podstawowym i pod mikroskopem.

Wykrywanie larw nicieni w kale metodą Bermana. Metoda opiera się na właściwościach termotropowych larw. Do badań pobiera się 1 łyżkę stołową kału, umieszczaną w metalowej siatce lub siatce z kilku warstw gazy na drucianej ramie. Siatka montowana jest w lejku zamocowanym na statywie. Do lejka dołącza gumowa rurka z zaciskiem. Podnosząc siatkę, lejek jest napełniony wodą (temperatura +40°...+50°C) tak, aby Dolna część siatka została zanurzona w wodzie. Larwy z kału aktywnie migrują do ciepła woda i osadzając się, gromadzą się na dnie lejka. Po 2-4 godzinach zacisk otwiera się, wodę umieszcza się w probówce wirówkowej i wiruje przez 2-3 minuty. Następnie supernatant odsącza się, osad przenosi się na szkiełko i ogląda pod mikroskopem, gdzie znajdują się ruchome larwy patogenu węgorzycy.

Metoda Harada i Mori pozwala na różnicowanie larw tęgoryjców i nekatorów. Larwy tęgoryjców hoduje się na bibule filtracyjnej. W tym celu 0,5 g świeżego kału pobranego od pacjenta nie później niż 1 godzinę po wypróżnieniu nakłada się na paski bibuły filtracyjnej o wymiarach 12X1,5 cm, pozostawiając oba końce paska czyste. Jeden koniec paska zanurza się w probówce, której czwarta część jest wypełniona wodą, a drugi jest zaciśnięty korkiem. Rurki umieszcza się w termostacie w temperaturze +26...+28°C. Larwy, które rozwinęły się z jaj, opadają wzdłuż bibuły filtracyjnej i osiadają na dnie probówki. Po 5-6 dniach pasek papieru usuwa się, a płyn pozostający w probówce bada się pod lupą lub odwirowuje. Osad powstały podczas wirowania bada się pod mikroskopem świetlnym. Zastosowanie zamiast probówek szklanych słoików czworościennych (rozmiar 15XYX7 cm), do których ścianek przymocowane są 4 paski papieru, zwiększa się wydajność analiz (GM Maruashvili i in., 1966).

Metody badań schistosomatozy . Badanie kału - porcję kału miesza się z 250 ml wody, przesącza przez 3 warstwy gazy do stożkowego naczynia wypełnionego do góry wodą. Po 30 minutach warstwę ciekłą odsącza się, do osadu dodaje się świeżą porcję wody. Osad przemywa się do uzyskania klarownego supernatantu i bada mikroskopowo.

Metoda larwoskopii - 20-25 g kału umieszcza się w kolbie Erlenmeyera ze szklaną rurką lutowaną z boku i mytą wodą z kranu. Następnie kolbę przykrywa się ciemnym papierem, pozostawiając lutowaną szklaną rurkę na świetle w temperaturze +25...+30°C. Wyklułe miracidia są skoncentrowane w menisku w bocznej rurce, gdzie można je zobaczyć przez szkło powiększające lub gołym okiem. Badanie moczu - 100 ml moczu zebranego w godzinach 10-14 lub ustaloną porcję dobową, a następnie odwirowaną przy 1500 obr./min. Powstały osad nanosi się* na szkiełko i pod mikroskopem. WHO zaleca metodę filtrowania całej porcji moczu. Po filtracji filtry są traktowane formaliną lub podgrzewane (w celu zabicia jaj), a następnie zwilżane wodnym roztworem ninhydryny. W suszonych preparatach zarodki jaj nabierają fioletowego koloru.

Zastosowanie immunologiczne metody badawcze do diagnozowania schistosomatozy są trudne, ponieważ dorosłe schistosomy i ich jaja zawierają duża liczba antygeny wywołujące odpowiedzi immunologiczne niespecyficzne dla gatunku (D. Bradley, 1979).

W naszym kraju do formułowania reakcji immunologicznych w zakażeniach pasożytniczych, cała linia standardowa diagnostyka. Praktyczne użycie masz alergię test skórny w przypadku bąblowicy i alweokokozy, RLA z antygenem bąblowicy, RSK na zimno, reakcja precypitacyjna na zimno w różnych modyfikacjach (precypitacja pierścieniowa, precypitacja w probówkach lub naczyniach włosowatych, w których umieszcza się antygeny włośnicy, wągrzycy i migreny). Standardową diagnostykę do ustalenia powyższych reakcji serologicznych wykonują przedsiębiorstwa produkujące preparaty bakteryjne. Producent załącza szczegółowe instrukcje dotyczące zasad przechowywania, dat ważności leku oraz instrukcje stosowania odpowiednich antygenów wraz z techniką reakcji do produkowanych diagnostyk.

W ostatnie lata znacznie rozszerzyła się lista testów serologicznych stosowanych w diagnostyce robaczyc. W tym celu stosuje się następujące reakcje: RIGA, immunofluorescencja pośrednia (RIF), immunodyfuzja żelowa (RID), kontrimmunoelektroforeza (VIEF), REAMA. Reakcje te można stosować w przypadku glistnicy, toksokarozy, włośnicy, infekcji tęgoryjcami, filariozy, bąblowicy i alweokokozy, przywr, schistosomatozy, paragonimozy. Jednak dla tych reakcji w naszym kraju nie wydaje się standardowych badań diagnostycznych, a technika ich ustalania nie jest uregulowana. Odrębne laboratoria, głównie naukowe, przygotowują własne specyficzne antygeny i wykorzystują je w różnych modyfikacjach. Opis tych metod jest szeroko prezentowany w literaturze i nie jest ściśle ujednolicony. Interpretacja danych test immunologiczny powinno opierać się na badaniu dynamiki odpowiedzi immunologicznej, biorąc pod uwagę poziom swoistości i czułości każdego zastosowanego testu serologicznego. Dlatego przy diagnozie, a także podczas badań seroepidemiologicznych populacji, wskazane jest zastosowanie kilku najbardziej wrażliwych reakcji. Z tych pozycji dobrze sprawdziły się reakcje VIEF i REMA, które wyróżniają się wysoką czułością i dość wysoką specyficznością (P. Ambroise-Thomas, 1978; I. E. Ballad, 1979; G. M. Negryanu, 1980; A. M. Ponomareva, 1981; A. Ya Łysenko, 1978 itd.). Skuteczność REAMA została przetestowana w amebiazie, leiszmaniozie, trypanosomatozie i toksoplazmozie (GA Ermolin, 1980).

Gdy jaja robaków znajdują się na różnych obiektach środowiskowych (gleba, woda, warzywa itp.), zawsze konieczne jest określenie ich żywotności za pomocą wygląd zewnętrzny, barwienie barwnikami witalnymi, hodowlę w optymalnych warunkach i przygotowanie próbki biologicznej, tj.

Karmienie zwierząt laboratoryjnych.

Określenie żywotności jaj lub larw robaków w wyglądzie. Jaja robaków są pod mikroskopem najpierw w małym powiększeniu, a następnie w dużym powiększeniu. W zdeformowanych i martwych jajach robaków skorupa jest rozdarta lub wygięta do wewnątrz, plazma jest mętna, poluzowana. W segmentowanych jajach kulki rozszczepiające (blastomery) są nierównej wielkości, mają nieregularny kształt i często są przesunięte do jednego bieguna. Czasami zdarzają się nienormalne jaja, które mając zewnętrzne deformacje rozwijają się normalnie. W żywych larwach ascaris drobna ziarnistość występuje tylko w środkowej części ciała, gdy umierają, ziarnistość rozprzestrzenia się po całym ciele, pojawiają się duże błyszczące szkliste wakuole - tak zwane sznury pereł.

Aby określić żywotność dojrzałych jaj glisty, włosogłówki, owsików, powinieneś zadzwonić aktywne ruchy larwy poprzez lekkie podgrzanie preparatu (do temperatury nieprzekraczającej 37°C). Dogodniej jest obserwować żywotność larw ascaris i włosogłówki po ich wyizolowaniu ze skorupki jaja, naciskając na szklankę nakrywkową preparatu igłą preparacyjną lub pęsetą.

U larw inwazyjnych ascaridów często widać czapeczkę, która złuszczała się na końcu głowy, a u larw włosogłówki, które zakończyły rozwój w jaju, w tym miejscu przy dużym powiększeniu znajduje się mandryn. W martwych larwach robaków, niezależnie od ich lokalizacji (w jaju lub poza nim), obserwuje się rozkład ciała. W tym przypadku wewnętrzna struktura larwy staje się grudkowata lub ziarnista, a ciało staje się mętne i nieprzejrzyste. W ciele znajdują się wakuole, a na naskórku znajdują się pęknięcia.

Żywotność teniidowych onkosfer (bydlęcych, świńskich tasiemców itp.) zależy od ruchu zarodków pod wpływem enzymy trawienne. Jajka są umieszczane na szkiełku zegarkowym z sok żołądkowy psy lub sztuczny sok dwunastniczy. Skład tego ostatniego: pankreatyna 0,5 g, wodorowęglan sodu 0,09 g, woda destylowana 5 ml. Okulary zegarkowe z jajkami umieszcza się w termostacie w temperaturze 36-38 ° C na 4 godziny.W tym przypadku żywe zarodki są uwalniane z muszli. Muszle żywych onkosfer rozpuszczają się również w zakwaszonej pepsynie i zasadowym roztworze trypsyny po 6-8 godzinach w termostacie w 38°C.

Jeśli jaja teniidowe zostaną umieszczone w 1% roztworze siarczku sodu lub 20% roztworze podchlorynu sodu lub w 1% roztworze wody chlorowej o temperaturze 36-38 ° C, dojrzałe i żywe zarodki są uwalniane z błon i nie nie zmieniać przez 1 dzień. Niedojrzałe i martwe onkosfery kurczą się lub puchną i gwałtownie rosną, a następnie „rozpuszczają się” w ciągu 10 minut - 2 h. Żywe zarodki teniidów również aktywnie poruszają się w mieszaninie 1% roztworu chlorku sodu, 0,5% roztworu wodorowęglanu sodu i żółci w 36- 38 °C.

Żywotność skolex echinokoków określa się przy niskim ogrzewaniu. W tym celu skoleksy lub kapsułki z czerwiem umyte w wodzie umieszcza się w kropli wody na szkiełku z otworem, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i bada pod mikroskopem ze stopniem ogrzewania w temperaturze 38-39 ° C. W przypadku braku stołu grzewczego preparat jest podgrzewany dowolnym źródłem ciepła. Jednocześnie żywotne skoleksy aktywnie się poruszają, zmniejszając lub rozluźniając przyssawki, wydłużając i skracając trąbkę. Jeśli skoleksy zostaną umieszczone w 0,5-1% wodnym roztworze filicylenu w temperaturze pokojowej, wszystkie żywotne skoleksy szybko się pojawią i umrą. Nieżywotne skoleksy nie okazują się.

Żywotność fasciol adolescaria zebranych na roślinach i innych obiektach zbiorników wodnych sprawdza się, badając je na szkiełku podstawowym w Sól fizjologiczna pod ogrzewanym mikroskopem stolikowym. Po podgrzaniu larwy przywr w torbieli zaczynają się poruszać.

Żywotność jaj tasiemca karłowatego zależy od umiejscowienia haczyków na zarodku.

W żywych jajach tasiemca karłowatego, powolne ruchy protoplazmy, przypominające wahadło, oraz prawie niezauważalne wydłużenia i przesunięcia zaostrzonych końców bocznej pary haczyków mają miejsce w kierunku od pary środkowej.

Skurcze protoplazmy zarodka i haczyki zarodkowe pomagają zarodkowi uwolnić się najpierw od skorup onkosfery, a następnie od zewnętrznej skorupy jaja.

W żywym jaju środkowa para i boczne pary haczyków są ułożone równolegle; w niektórych jajach ostrza par bocznych są zbliżone i ustawione pod kątem mniejszym niż 45° w stosunku do środkowej pary haczyków.

Umierający embrion konwulsyjnie kurczy się i leniwie rozsuwa haczyki. W martwym zarodku ruch haczyków ustaje, a one układają się bezładnie, niekiedy haczyki poprzeczne do sąsiedniej pary rozsuwają się pod kątem prostym, rozwartym lub ostrym.

Czasami obserwuje się marszczenie zarodka, tworzenie ziarnistości. Dokładniejsza metoda opiera się na pojawieniu się ruchów onkosfery podczas gwałtownej zmiany temperatury: od 5-10 do 38-40 °C.

Określanie żywotności niedojrzałych nicieni należy badać w wilgotnej komorze (szalki Petriego), umieszczając jaja ascaris w 3% roztworze formaliny przygotowanym w izotonicznym roztworze chlorku sodu w temperaturze 24-30 ° C, jaja włosogłówki w 3% roztwór kwasu solnego w temperaturze 30-35°C, jaja owsików w izotonicznym roztworze chlorku sodu o temperaturze 37 “C. Szalki Petriego należy otwierać 1-3 razy w tygodniu dla lepszego napowietrzenia i ponownie zwilżyć bibułę filtracyjną czystą wodą.

Obserwacje rozwoju jaj robaków przeprowadza się co najmniej 2 razy w tygodniu. Brak oznak rozwoju w ciągu 2-3 miesięcy wskazuje na ich nieżywotność. Oznakami rozwoju jaj helmintów są najpierw etapy miażdżenia, podziału zawartości jaja na oddzielne blastomery. W pierwszym dniu rozwija się do 16 blastomerów, które przechodzą do drugiego etapu - morula itp.

Jaja tęgoryjców hoduje się w szklanym cylindrze (50 cm wysokości i 7 cm średnicy) zamkniętym korkiem. Mieszankę równych objętości sterylnego piasku, węgla drzewnego i kału z jajami tęgoryjca, rozcieńczoną wodą do konsystencji półpłynnej, ostrożnie wlewa się na dno cylindra za pomocą szklanej rurki. W ciągu 1-2 dni osiadania w ciemności w temperaturze 25-30 ° C z jaj wylęgają się larwy rabditoidów, a po 5-7 dniach stają się już filariowate: larwy czołgają się po ścianach cylindra, gdzie są widoczne nawet gołym okiem. Jaja przywr naturalnie rozwijające się w wodzie, takie jak opisthorchis, diphyllobotriid, fasciol itp., umieszcza się na szkiełku zegarkowym, szalce Petriego lub w innym naczyniu, wylewa się niewielką warstwę zwykła woda. Przy hodowli jaj fascioli należy wziąć pod uwagę, że szybciej rozwijają się one w ciemności, natomiast miracidium powstaje w żywych jajach w temperaturze 22-24°C w ciągu 9-12 dni. Kiedy mikroskopia rozwijające się jaja Wyraźnie widoczne są ruchy przywr miracidium. Fasciola miracidium wyłania się ze skorupek jaj tylko w świetle. Podczas uprawy woda jest zmieniana po 2-3 dniach.

Larwy tęgoryjca i strongyloid są hodowane na agarze na szalce Petriego z węglem zwierzęcym. Po przebywaniu w termostacie w temperaturze 26-30°C przez 5-6 dni larwy rozprzestrzeniły się na agarze, pozostawiając po sobie ścieżkę bakterii (metoda Fülleborna).

Metoda Harady i Mori (1955). Do probówek umieszczonych na statywie dodaje się 7 ml wody destylowanej. Za pomocą drewnianego patyczka weź 0,5 g kału i wykonaj rozmaz na bibule filtracyjnej (15X150 mm) 5 cm od lewej krawędzi (ta operacja jest wykonywana na kartce papieru w celu ochrony powierzchni stołu laboratoryjnego). Następnie pasek z rozmazem wkłada się do probówki tak, aby lewy koniec wolny od rozmazu sięgał dna probówki. Górny koniec pokryty jest kawałkiem celofanu i ciasno owinięty gumką. Na probówce napisz numer i nazwisko badanego. W tym stanie probówki są przechowywane przez 8-10 dni w temperaturze 28°C. Aby zbadać kulturę, zdejmij i zdejmij celofanową osłonę i usuń pasek bibuły filtracyjnej pęsetą. W takim przypadku należy zachować ostrożność, ponieważ niewielka liczba zakaźnych larw może przemieścić się na górny koniec bibuły filtracyjnej lub na ścianę probówki i wniknąć pod powierzchnię celofanu.

Rurki umieszcza się na gorąco kąpiel wodna w temperaturze 50 °C przez 15 minut, po czym zawartość wstrząsnąć i szybko przelać do 15 ml probówki w celu sedymentacji larw. Po odwirowaniu supernatant usuwa się, a osad przenosi się na szkiełko, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i pod mikroskopem pod małym powiększeniem.

Do diagnostyka różnicowa larwy nitkowate, konieczne jest skorzystanie z danych przedstawionych w tabeli. 13.

Metody barwienia jaj i larw robaków. Martwe tkanki w większości przypadków postrzegają kolory szybciej niż żywe. Cechy te są wykorzystywane w helmintologii do określania żywotności jaj i larw robaków. Jednak w niektórych przypadkach niektóre farby są lepiej odbierane przez żywe tkanki niż martwe.

Tabela 13. Diagnostyka różnicowa nitkowatych larw A.duodenale, N.americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp.

Do różnicowego rozpoznawania żywych i martwych jaj i larw stosuje się następujące farby i metody.

Leukobaza błękitu metylenowego służy do barwienia żywych i martwych tkanek. żywa komórka lub tkanka zostaje zredukowana w błękicie metylenowym do bezbarwnej leukobazy, martwa tkanka nie ma tej zdolności i dlatego nabiera koloru.

Do barwienia jaj ascaris można użyć błękitu metylenowego w roztworze kwasu mlekowego z zasadą kaustyczną (błękit metylenowy 0,05 g, soda kaustyczna 0,5 g, kwas mlekowy 15 ml). Żywe jaja nie odbierają koloru, zarodki martwych jaj są zabarwione Kolor niebieski.

Metoda barwienia nie ma zastosowania do jaj niedojrzałych glisty i włosogłówki; zabarwiona skorupa barwi się i dlatego nie jest widoczne, czy komórka zarodkowa wewnątrz jaja uległa zabarwieniu.

Larwy Ascaris barwi się zasadowym roztworem błękitu brylantowo-krezylowego w stężeniu 1:10 LLC. w następujący sposób: kroplę płynu z jajami ascaris i kroplę głównego roztworu farby nakłada się na szklany szkiełko. Preparat przykrywa się szkiełkiem nakrywkowym, które mocno dociska się do obiektu lekkim postukaniem igłą preparującą. Pod mikroskopem obserwuje się liczbę wyklutych larw i stopień ich wybarwienia, po czym ten sam preparat jest ponownie sprawdzany po 2-3 godzinach.Tylko niezdeformowane larwy, które nie wybarwiały się przez 2 godziny, uważa się za żywe. Martwe larwy wybarwiają się, gdy skorupa pęka (częściowo lub całkowicie).

Wskazano na możliwość barwienia preparatów roztworem jodu w określaniu żywotności jaj ptaków ascaridia. W tym przypadku jako barwnik stosuje się 5%. roztwór alkoholu jod. Po nałożeniu na preparat zarodki martwych jaj glisty barwią się w ciągu 1–3 sekund. kolor pomarańczowy. Martwe jaja opisthorchis i onkosfery byk tasiemiec wybarwiono roztworem błękitu toluidynowego (1:1000), a martwe onkosfery bydlęcego tasiemca - roztworem błękitu brylantowo-krezylowego (1:10 000). W tym samym czasie zarodki i skorupki martwych i żywych jaj nabierają koloru. Dlatego po barwieniu jaja i onkosfery są myte w czystej wody i dodatkowo barwiony safraniną (rozcieńczony 1:10 000 10% roztworem alkoholu). Alkohol usuwa barwnik z muszli, a safranina nadaje im czerwony kolor. W rezultacie żywe jaja są zabarwione na czerwono, zarodek martwych jaj jest niebieski, a skorupka pozostaje czerwona. Martwe zarodki onkosfery bydlęcego tasiemca szybko, w ciągu kilku minut, stają się jaskrawoczerwone lub kolor różowy safranina lub błękit brylantowo-krezylowy w rozcieńczeniu 1:4000 lub indygotyna w rozcieńczeniu 1:1000-1:2000.

Żywe zarodki nie zmieniają się pod wpływem tych kolorów nawet po 2-7 godzinach.

W celu określenia żywotności jaj tasiemca karłowatego zaleca się stosowanie następujących farb: 1) błękit krezylowy brylantowy (1:8000) – po 1 godzinie onkosfera martwych jaj jest szczególnie jasno zabarwiona, co wyraźnie odcina się od bladego lub bezbarwne tło reszty jaja; 2) safranina: w rozcieńczeniu 1:8000 przy ekspozycji przez 2 godziny i 1:5000 przez 3-5 godzin; 3) 50% roztwór kwasu pirogalowego w rozcieńczeniu 1:2 - po wystawieniu na 1 godzinę w temperaturze 29-30 ° C (im niższa temperatura, tym dłuższy proces barwiący).

Żywe plerocerkoidy szerokiego tasiemca bardzo dobrze wybarwia się wodnym roztworem (1:1000) obojętnej jamy ustnej przez 5-20 minut. Aby uzyskać trwały różowy kolor, który nie znika w ciągu 5 dni i nie wpływa na ruchomość plerocerkoidów, zwykle wystarczy 10 minut. Stopień wybarwienia jest kontrolowany przez oglądanie larw w czystości roztwór izotoniczny chlorek sodu, dla którego plerocerkoidy są okresowo usuwane z farby. Do barwienia martwych plerocerkoidów zaleca się użycie błękitu metylenowego.

R.E. Aby to zrobić, użyj 3% wodnego roztworu barwnika.

Proces barwienia jaj i larw kończy się po 1,5 h. Nieżywotne jaja owsików, tasiemców bydlęcych i karłowatych, ankylostomidów, trichostrongylidów nabierają intensywnego różu, larwy ankylostomidów i trichostrongylidów stają się czerwone. Mniej jasny kolor obserwuje się w jajach ascaris i włosogłówki, ponieważ wyróżniając się z jelit, już mają ciemnobrązowy kolor: Żywe jaja i larwy nie plamią.

Fizykochemiczne metody stymulacji uwalniania mirakdiów z jaj przywr. Metody zostały opracowane przez SM Germana i SA Beera (1984) w celu określenia żywotności jaj opisthorchia i dicrocelium przez wystawienie jaj na działanie medium reakcyjnego. Jeśli żyją, wychodzi miracidium. Metody opierają się na fizykochemicznej aktywacji gruczołu lęgowego miracidium i stymulacji motoryki larw. Stymulację uzyskuje się poprzez wystawienie jaj przywr na specjalne środowisko reakcji w połączeniu z kolejnymi metodami - wytworzenie różnicy temperatur, wysuszenie zawiesiny jaj, wystawienie na działanie słabego prądu cieczy w kropli testowej, które przyczyniają się do masowego uwalniania miracidów z jaj.

Oznaczanie żywotności jaj opistorch metodą Hermana, Beera. Zawiesina jaj w wodzie (z kranu, osiadła) jest wstępnie schładzana do 10-12 ° C. Wszystkie kolejne operacje przeprowadza się w temperaturze pokojowej (18-22°C). Do probówki wirówki dodaje się jedną kroplę (około 0,05 ml) zawiesiny zawierającej 100-400 jaj. Probówki umieszcza się na stojaku na 5-10 minut, aby wytrącić jaja. Następnie za pomocą wąskiego paska bibuły filtracyjnej ostrożnie odsysa się nadmiar wody, aż do całkowitego usunięcia. Do probówki dodaje się 2 krople pożywki, wstrząsa, zawartość przenosi się pipetą na szkiełko i pozostawia na 5-10 minut, lekko wstrząsając (lub umieszczając pod suszarką do włosów) w celu wytworzenia słabych prądów płynnych w probówce. badany spadek zawieszenia. Ta operacja, która imituje perystaltykę jelit mięczaka, pozwala aktywować uwalnianie miracidii. Następnie do zawiesiny dodaje się jeszcze 2 krople pożywki, a następnie preparat bada się mikroskopowo przy użyciu konwencjonalnego mikroskopu świetlnego (X200). W tym czasie jaja z żywymi miracidiami powinny otworzyć pokrywę, podczas gdy larwa aktywnie wynurza się do środowiska. Ze względu na obecność w nim etanolu miracidium unieruchamia się w ciągu 3-5 minut, a następnie barwi barwnikiem w pożywce. W rezultacie miracidia są łatwo wykrywane i liczone.

Przygotowanie środowiska reakcyjnego. Pożywkę przygotowuje się w 0,05 M buforze Tris-HCi w optymalnych warunkach pH 8,0-9,5. Do buforu dodaje się etanol w ilości do 10-13% oraz barwnik (safraninę, błękit metylenowy i inne działające w zakresie pH) aż do lekkiego zabarwienia cieczy (np. dla safraniny jej końcowe stężenie wyniesie 1:50 000). Możesz użyć innego buforu, który działa w alkalicznym zakresie pH, takiego jak 0,05 M fosforan (pH 8,5). Dlatego pożywka zawiera 96% etanolu - 12 części; barwnik ( likier macierzysty) - 1-10 części; 0,05 M tris-HC! bufor (pH 8,5-9,5) - do 100 części. Przykład pożywki: 12 części 96% etanolu, 1 część nasyconego roztworu safraniny, reszta do 100 części - 0,05 M bufor Tris-HCl, pH 9,5.

Oznaczanie żywotności jaj dikrocelium metodą Hermana, Beera, Stratana. Kroplę zawiesiny zawierającej 100-150 jaj przywry umieszcza się w probówce wirówki na 1-2 minuty w celu osadzenia jaj. Ciecz jest następnie ostrożnie suszona paskiem bibuły filtracyjnej. Dodać 1-2 krople pożywki reakcyjnej za pomocą pipety Pasteura i inkubować w łaźni wodnej w temperaturze 28-30°C przez 2-3 minuty. Skład pożywki: 6 części butanolu, 94 części 0,4% roztworu chlorku sodu lub 0,3% roztworu chlorku potasu w wodzie destylowanej. Jaja w pożywce przenosi się pipetą na szkiełko i pozostawia na 1,5-2 godziny w temperaturze pokojowej (18-22°C), natomiast co 25-30 minut (w miarę wysychania) dodajemy 1-2 krople (0,05 ml) roztwór butanolu w wodzie destylowanej. Następnie preparat jest pod mikroskopem w 100-200-krotnym powiększeniu. Żywotność zależy od liczby otwartych jaj z uwolnionymi miracidiami. Butanol przenika przez pory skorupy jaja, dociera do miracidiów i je aktywuje. Inkubacja w oznaczonej temperaturze usprawnia ten proces. Butanol w stężeniu 3-7% jest szkodliwy dla miracidium, które wyłoniło się z jaja. Przeniesienie zawiesiny jaj z probówki na szkiełko umożliwia, do czasu wyjścia miracidium (po 30-40 minutach), zmniejszenie stężenia butanolu w wyniku ulatniania się do bezpiecznego poziomu (1,5-0,5%). Obecność chlorku sodu w pożywce w stężeniu 0,1-0,5% (lub chlorku potasu w stężeniu 0,05-0,4%) determinuje aktywność uwalnianego miracidium. W przeciwieństwie do małych przezroczystych jaj opisthorch, jaja dicrocelium mają ciemną skorupkę, mają wyraźnie widoczną pokrywę, która jest otwarta po uwolnieniu miracidium. Dlatego żywotność jaj dikrocelium jest wygodniej oceniana przez liczenie jaj, które się otworzyły, niż przez barwienie i liczenie miracidiów.

Metoda luminescencyjna do badania jaj i larw robaków.

Po raz pierwszy w praktyce helmintologicznej metody mikroskopii luminescencyjnej zastosowano w 1955 roku. Doniesiono, że mikroskopia luminescencyjna umożliwia odróżnienie żywych i martwych obiektów bez uszkadzania jaja. Do fluorescencji nie użyto promieni UV, ale część niebiesko-fioletową widzialne światło, z konwencjonalnym mikroskopem i szkiełkami podstawowymi; do oświetlacza OI-18 zastosowano specjalny zestaw filtrów barwnych.

Stwierdzono, że żywe i martwe jaja obleńców, owsików, tasiemców karłowatych, bydlęcych tasiemców, szerokich tasiemców i innych robaków pasożytniczych świecą w różny sposób. Zjawisko to obserwuje się zarówno podczas pierwotnej luminescencji bez użycia barwników, jak i podczas barwienia fluorochromami (oranż akrydynowy, koryfosfina, primulin, aurolina, siarczan berleryny, tripaflawina, rivanol, chinakryna itp.).

Niezabarwione, żywe, niesegmentowane jaja glisty świecą na jasnozielony kolor żółtawy odcień; w martwych jajach skorupka emituje zielone światło znacznie jaśniejsze niż ciemnozielone zarodki; w jajach glisty z larwami pojawia się tylko skorupa, podczas gdy w martwych zarówno skorupa, jak i larwa są jasnożółte.

Niepigmentowane i niesegmentowane żywe jaja owsików i tasiemców karłowatych emitują zielonkawo-żółte światło; w martwych jajach skorupa intensywnie mieni się na tle ciemnozielonej masy embrionalnej. Przy wtórnej luminescencji (przy barwieniu oranżem akrydyny w rozcieńczeniu 1:10 OOO i 1:50 OOO od 30 minut do 2 godzin) muszla żywych i martwych nicieni, przywr i tasiemców świeci inaczej.

Muszla żywych i martwych Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum przybiera barwę pomarańczowo-czerwoną. Zarodki żywych ks. lumbricoides, T.leonina, H.diminuta, D.latum i oncospheres bydlęcego tasiemca świecą w ciemnozielonym lub szarozielonym kolorze. Martwe embriony tych jaj robaków emitują „palące” pomarańczowo-czerwone światło. Żywe larwy owsików i toksokary (skorupki jaj) emitują matowe szaro-zielone światło, a kiedy umierają, kolor zmienia się z czubka głowy na „płonący” jasnozielony, następnie żółty, pomarańczowy i wreszcie jasnopomarańczowy.

Po zabarwieniu fluorochromami - coryphosphyllum, primuliną - w martwych jajach ascaridów i włosogłówek obserwuje się blask od liliowożółtego do miedzianoczerwonego. Żywe jaja nie świecą, ale stają się ciemnozielone. Żywe jaja przywr Paragonimus westermani i Clonorchis sinensis nie świecą po zabarwieniu oranżem akrydyny, podczas gdy martwe jaja emitują żółtawo-zielone światło.

Metodę luminescencji można również wykorzystać do określenia żywotności larw robaków. Tak więc fluorochromowy roztwór oranżu akrydyny (1:2000) larw strongylanu, blask rabdity: żywy - zielony (z odcieniem), martwy - jasne pomarańczowe światło. Żywe larwy Trichinella nie świecą ani nie dają słabego blasku po potraktowaniu przez 10 minut roztworami izotiocyjanianu fluoresceiny, auraminy itp. Fluorochromowane martwe larwy (w stężeniu 1:5000) dają jasny blask.

Żywe miracidia, które wyłoniły się z muszli, emitują słabe, niebieskawe światło z ledwo zauważalną jasnożółtą koroną rzęsek, ale 10-15 minut po śmierci pojawiają się jako jasne „płonące” jasnozielone, a następnie pomarańczowo-czerwone światło.

Helmintologiczne metody badawcze. Metody diagnozowania robaczyc dzielą się na bezpośrednie, oparte na bezpośrednim wykrywaniu samych robaków lub ich fragmentów, a także larw i jaj robaków (metody badania kału, moczu, żółci i dwunastnicy, plwociny, krwi i tkanek, materiał uzyskany przez zdrapywanie z okolicy odbytu i przestrzeni podpaznokciowych) oraz pośrednio, za pomocą którego ujawniają się wtórne zmiany zachodzące w organizmie ludzkim w wyniku żywotnej aktywności robaków (badania składu morfologicznego krwi, metody immunologiczne diagnostyka robaczyc, badania rentgenowskie itp.). Spośród metod bezpośrednich najczęstsze są koprologiczne, które dzielą się na makro- i mikrohelmintoskopię. W niektórych przypadkach stosowane są specjalne metody.

Metody badawcze makrogelmitoskopii mające na celu poszukiwanie robaków lub ich fragmentów (skoleksów, segmentów, części strobil tasiemców). Służą do diagnozowania tych robaczyc, w których jaja nie są wydalane z ekskrementami pacjenta lub są wydalane w niewielkiej ilości i nie zawsze (na przykład przy enterobiazie, owsiki występują w kale, z teniidozami, segmentami).

Aby wykryć owsiki lub segmenty tasiemców w kale, kał jest oglądany gołym okiem. Do diagnostyka różnicowa tasiemczycy zaleca się oglądanie kału rozcieńczonego wodą w oddzielnych małych porcjach w czarnych kuwetach fotograficznych lub na płytkach Petriego na ciemnym tle. Duże formacje podejrzane o fragmenty robaków są badane pod lupą pomiędzy dwoma szkiełkami. Jeżeli zgodnie ze wskazaniami klinicznymi sugeruje się wykrycie po leczeniu małych robaków lub głów tasiemców, wówczas podejrzane cząstki bada się pod lupą w kropli glicerolu i w razie potrzeby pod mikroskopem.

Metody badawcze mikrohelmintoskopii(jakościowe) mają na celu identyfikację jaj i larw robaków. Zastosuj metodę gęstego rozmazu z nakładką celofanową wg Kato. Mieszanka Kato składa się z 6 ml 3% wodny roztwór zieleni malachitowej, 500 ml gliceryna i 500 ml 6% roztwór fenolu. Płyty Kato (hydrofilowy celofan pocięty na kawałki 20´ 40 mm) są zanurzone na 24 h do mieszanki Kato tak, aby przylegały do ​​siebie (3-5 ml Rozwiązanie Kato na 100 talerzy). 100 mg kał nakłada się na szkiełko, przykryte celofanową płytką nakrywkową według Kato i dociska tak, aby kał był rozmazany na szkiełku w celofanowej płytce. Rozmaz pozostawia się w temperaturze pokojowej do klarowania przez 40-50 min, a następnie oglądane pod mikroskopem. W sezonie gorącym, aby zapobiec wysychaniu preparatu, na talerz przygotowanego preparatu umieszcza się wilgotną gąbkę.

W celu pełnego wykrycia wszystkich rodzajów robaków, należy zastosować metodę Kato z celofanową płytką nakrywkową z grubym rozmazem w połączeniu z jedną z metod wzbogacania. Najczęstsze z nich to metoda Kalantaryan i metoda Fülleborna.

Metoda Kalantaryan: w kolbach z szeroką szyjką 100 ml dokładnie wymieszać szklanym prętem 5 G kałem, stopniowo dodając nasycony roztwór azotanu sodu (1 kg azotan sodu na 1 ja woda podczas gotowania) do krawędzi szklanki. Duże cząstki, które wypłynęły na powierzchnię, usuwa się za pomocą papierowej miarki. Szkiełko nanosi się na powierzchnię roztworu soli fizjologicznej (roztwór soli dodaje się, aż mieszanina w pełni zetknie się ze szkiełkiem). Po 20-30 min Szkiełko usuwa się i film ogląda pod mikroskopem. W przypadku braku tej soli można użyć nasyconego roztworu soli kuchennej wg Fholleborna (400 G sól w 1 ja wrzątek).

Ze względu na to, że jaja o dużym ciężarze właściwym (niezapłodnione jaja ascaridów, jaja przywr i duże tasiemce) nie unoszą się na wodzie, oprócz zbadania powierzchniowej warstwy cieczy, przy zastosowaniu metody Fülleborna konieczne jest obejrzenie 2-4 preparaty z osadu pod mikroskopem.

Specjalne laboratoryjne metody badawcze dla różnych robaczyc.

Badanie kału

Mikroskopia jest najpierw przeprowadzana przy małym powiększeniu (X80). Najprostsze można zastąpić silniejszym załamaniem światła, a niektóre gatunki ich ruchem lub zmianą kształtu. Obiekt widziany w małym powiększeniu badany jest w powiększeniu 400 lub 600. W przypadku braku doświadczenia rozmazy należy natychmiast oglądać w dużym powiększeniu, co jednak znacznie wydłuża czas badania preparatu. Oglądanie rozmazów przy dużym powiększeniu należy wykonywać w mocniejszym świetle, dostosowując je kondensorem.

znaki różnicowe pewne rodzaje ameby w natywnym rozmazie to kształt i wielkość ciała, widoczność jądra, charakter powstawania pseudopodiów, ruch, podział cytoplazmy na ekto- i endoplazmę, charakter wtrąceń (fagocytowane erytrocyty, itp.). Rozróżniając gatunki wiciowców - wielkość i kształt ciała, liczbę wici, charakter ruchu, obecność lub brak falistej błony. Specyficzne cechy balantidii to rozmiar, kształt ciała, ruch, rzęski, cytostom itp.

Główny piętno wegetatywne formy pierwotniaków w stanie żywym to ruch. W rozmazach występują różne rodzaje nieruchomych formacji - włókno roślinne, włókna mięśniowe, zarodniki, grzyby itp. Nie powinny być brane pod uwagę w diagnostyce protozoologicznej.

Metoda rozmazów natywnych jest prosta i dostępna dla każdego laboratorium. Pozwala, w przypadku znalezienia tkankowych form ameb czerwonkowych ze sfagocytowanymi erytrocytami, całkowicie dokładna diagnoza czerwonka pełzakowata, a po wykryciu balantidiów i lamblii - diagnoza balantidia i lamblioza.

Barwienie rozmazów płynem Lugola . Barwa ta służy do diagnozowania pierwotniaków przez cysty. Stosuje się go w badaniu sformalizowanych, półformowanych i papkowatych odchodów.

W celu przygotowania rozmazu, koniec drewnianego patyczka zabrudza się kałem i myje w kropli roztworu jodu (J - 1,0 g, KJ - 2 g, woda destylowana - 100 ml) nanosi się na szkiełko do uzyskania jednorodnej emulsji uzyskany. Preparat przykrywa się szkiełkiem nakrywkowym i po 3-5 minutach. mikroskopijny. Rozmaz musi być wystarczająco przezroczysty, aby można go było badać w świetle przechodzącym.

Wśród resztek niestrawione jedzenie, zarodniki, grzyby, bakterie jodofilowe cysty pierwotniaków, pomalowane na kolor brązowy lub zielonkawo-żółty, wyróżniają się ściśle określonym, charakterystycznym dla każdego gatunku kształtem, wielkością, wyraźnymi obrysami brzegów, obecnością gładkiej, przezroczystej, podwójnej błona obwodowa, zawartość cytoplazmy, a także obecność jąder o niewyraźnej strukturze. W cystach ameby widoczne są wakuole glikogenu zabarwione na kolor brązowy (ciemnobrązowy). Stopień wybarwienia tych wakuoli i zarys ich granic różni się w cystach pierwotniaków tego samego gatunku, w zależności od ich dojrzałości.