Kapag ang mga itlog ng helminth ay matatagpuan sa iba't ibang mga bagay sa kapaligiran (lupa, tubig, gulay, atbp.), Laging kinakailangan upang matukoy ang kanilang kakayahang mabuhay sa pamamagitan ng hitsura, paglamlam ng mahahalagang tina, paglilinang sa ilalim ng pinakamainam na mga kondisyon at pag-set up ng isang biological sample, i.e.

Pagpapakain ng mga hayop sa laboratoryo.

Pagpapasiya ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog o larvae ng helminths sa hitsura. Ang mga itlog ng helminth ay sinusuri muna sa mababang paglaki, pagkatapos ay sa mataas na paglaki. Sa deformed at patay na mga itlog ng helminths, ang shell ay napunit o nakatungo sa loob, ang plasma ay maulap, lumuwag. Ang mga naka-segment na itlog ay may mga cleavage ball (blastomeres) na hindi pantay ang laki, hindi regular na hugis, ay madalas na inililipat sa isang poste. Minsan may mga abnormal na itlog, na, na may mga panlabas na deformidad, ay normal na umuunlad. Sa buhay na larvae ng ascarids, ang pinong butil ay naroroon lamang sa gitnang bahagi ng katawan, habang sila ay namamatay, ang granularity ay kumakalat sa buong katawan, lumilitaw ang malalaking makintab na hyaline vacuoles - ang tinatawag na mga string ng mga perlas.

Upang matukoy ang posibilidad ng mature na mga itlog ng ascarids, whipworms, pinworms, aktibong paggalaw ng larvae ay dapat na sanhi ng bahagyang pag-init ng paghahanda (sa temperatura na hindi hihigit sa 37 ° C). Ito ay mas maginhawa upang obserbahan ang posibilidad na mabuhay ng ascaris at whipworm larvae pagkatapos na sila ay ihiwalay mula sa egg shell sa pamamagitan ng pagpindot sa cover glass ng paghahanda gamit ang isang dissecting needle o tweezers.

Sa invasive larvae ng ascarids, ang isang takip ay madalas na nakikita na na-exfoliated sa dulo ng ulo, at sa larvae ng whipworms na nakumpleto ang pag-unlad sa itlog, ang isang stylet ay matatagpuan sa lugar na ito sa mataas na paglaki. Sa mga patay na larvae ng helminths, anuman ang kanilang lokasyon (sa itlog o sa labas nito), napansin ang pagkabulok ng katawan. Sa kasong ito, ang panloob na istraktura ng larva ay nagiging bukol o butil-butil, at ang katawan ay nagiging maulap at malabo. Ang mga vacuole ay matatagpuan sa katawan, at ang mga break ay matatagpuan sa cuticle.

Ang posibilidad na mabuhay ng mga teniid oncospheres (bovine, porcine tapeworm, atbp.) ay tinutukoy ng paggalaw ng mga embryo kapag nalantad sila sa mga digestive enzymes. Ang mga itlog ay inilalagay sa isang baso ng relo na may aso gastric juice o artipisyal na duodenal juice. Ang komposisyon ng huli: pancreatin 0.5 g, sodium bikarbonate 0.09 g, distilled water 5 ml. Ang mga baso ng relo na may mga itlog ay inilalagay sa isang termostat sa 36-38 ° C sa loob ng 4 na oras. Sa kasong ito, ang mga buhay na embryo ay inilabas mula sa mga shell. Ang mga shell ng mga nabubuhay na oncosphere ay natutunaw din sa acidified pepsin at sa isang alkaline na solusyon ng trypsin pagkatapos ng 6-8 na oras sa isang thermostat sa 38°C.

Kung ang mga itlog ng teniid ay inilagay sa isang 1% na solusyon ng sodium sulfide, o isang 20% ​​na solusyon ng sodium hypochloride, o sa isang 1% na solusyon ng chlorine na tubig sa 36-38 ° C, ang mga mature at live na embryo ay inilabas mula sa mga lamad at gagawin. hindi nagbabago ng 1 araw. Ang mga immature at patay na oncospheres ay lumiliit o namamaga at tumataas nang husto, at pagkatapos ay "matunaw" sa loob ng 10 minuto - 2 oras. Ang mga live na embryo ng mga teniid ay aktibong gumagalaw sa pinaghalong 1% sodium chloride solution, 0.5% sodium bicarbonate solution at apdo sa 36- 38 °C.

Ang posibilidad na mabuhay ng scolex echinococci ay tinutukoy sa mababang pag-init. Upang gawin ito, ang mga scolex o brood capsule na hinugasan sa tubig ay inilalagay sa isang patak ng tubig sa isang glass slide na may butas, na natatakpan ng isang coverslip at sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo na may yugto ng pag-init sa temperatura na 38-39 ° C. Kung walang heating table, ang paghahanda ay pinainit gamit ang anumang pinagmulan ng init. Kasabay nito, ang mga mabubuhay na scolex ay aktibong gumagalaw, binabawasan o pinapakalma ang mga sucker, nagpapahaba at nagpapaikli sa proboscis. Kung ang mga scolex ay inilalagay sa isang 0.5-1% na may tubig na solusyon ng filicilene sa temperatura ng silid, kung gayon ang lahat ng mabubuhay na scolex ay mabilis na lalabas at mamamatay. Ang mga hindi mabubuhay na scolex ay hindi lumalabas.

Ang posibilidad na mabuhay ng fasciolia adolescariae na nakolekta mula sa mga halaman at iba pang mga bagay ng mga katawan ng tubig ay sinusuri sa pamamagitan ng pagsusuri sa kanila sa isang glass slide sa asin sa ilalim ng mikroskopyo na may yugto ng pag-init. Kapag pinainit, ang trematode larvae sa cyst ay nagsisimulang gumalaw.

Ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng dwarf tapeworm ay tinutukoy ng lokasyon ng mga kawit sa embryo.

Sa mga buhay na itlog ng pygmy tapeworm, ang mabagal na paggalaw ng protoplasm na parang pendulum at halos hindi mahahalata na mga extension at paglilipat ng mga matulis na dulo ng lateral na pares ng mga kawit ay nagaganap palayo sa gitnang pares.

Ang mga contraction ng protoplasm ng embryo at ang germinal hook ay tumutulong sa embryo na palayain muna ang sarili mula sa mga shell ng oncosphere, at pagkatapos ay mula sa panlabas na shell ng itlog.

Sa isang live na itlog, ang median na pares at lateral na pares ng mga kawit ay nakaayos nang magkatulad; sa ilang mga itlog, ang mga blades ng mga lateral na pares ay pinagsama-sama at matatagpuan sa isang anggulo na mas mababa sa 45° na may kaugnayan sa gitnang pares ng mga kawit.

Ang namamatay na embryo ay nanginginig at matamlay na itinutulak ang mga kawit. Sa patay na embryo, ang paggalaw ng mga kawit ay tumitigil, at ang mga ito ay nakaayos sa isang kaguluhan, kung minsan ang mga kawit sa gilid ng kalapit na pares ay inililipat sa isang kanan, mahina o talamak na anggulo.

Minsan ang wrinkling ng embryo, ang pagbuo ng granularity ay sinusunod. Ang isang mas tumpak na pamamaraan ay batay sa hitsura ng mga paggalaw ng oncosphere sa panahon ng isang matalim na pagbabago sa temperatura: mula 5-10 hanggang 38-40 °C.

Ang pagtukoy sa posibilidad na mabuhay ng mga wala pa sa gulang na nematodes ay dapat pag-aralan sa isang mamasa-masa na silid (Petri dishes), paglalagay ng mga ascaris egg sa isang 3% na solusyon ng formalin na inihanda sa isang isotonic sodium chloride solution sa temperatura na 24-30 ° C, whipworm egg sa isang 3% hydrochloric acid solution sa temperatura na 30-35 °C, pinworm na itlog sa isotonic sodium chloride solution sa temperatura na 37 °C. Ang mga petri dish ay dapat buksan 1-3 beses sa isang linggo para sa mas mahusay na aeration at muling basain ang filter na papel malinis na tubig.

Ang mga obserbasyon ng pagbuo ng mga helminth egg ay isinasagawa ng hindi bababa sa 2 beses sa isang linggo. Ang kawalan ng mga palatandaan ng pag-unlad sa loob ng 2-3 buwan ay nagpapahiwatig ng kanilang hindi kakayahang mabuhay. Ang mga palatandaan ng pag-unlad ng mga helminth egg ay una sa mga yugto ng pagdurog, ang paghahati ng mga nilalaman ng itlog sa magkakahiwalay na blastomeres. Sa unang araw, hanggang sa 16 na blastomeres ang bubuo, na pumasa sa ikalawang yugto - morula, atbp.

Ang mga itlog ng hookworm ay nilinang sa isang glass cylinder (50 cm ang taas at 7 cm ang lapad) na sarado na may takip. Ang isang halo ng pantay na dami ng sterile na buhangin, uling at dumi na may mga itlog ng hookworm, na natunaw ng tubig sa isang semi-likido na pagkakapare-pareho, ay maingat na ibinuhos sa ilalim ng silindro gamit ang isang glass tube. Sa loob ng 1-2 araw ng pag-aayos sa dilim sa temperatura na 25-30 ° C, ang rhabditoid larvae ay napisa mula sa mga itlog, at pagkatapos ng 5-7 araw sila ay naging filariform: ang larvae ay gumagapang sa mga dingding ng silindro, kung saan sila ay nakikita kahit sa mata. Ang mga itlog ng Trematode na natural na umuunlad sa tubig, tulad ng opisthorchis, diphyllobotriid, fasciol, atbp., ay inilalagay sa isang baso ng relo, isang Petri dish o sa ibang sisidlan, isang maliit na layer ay ibinuhos. simpleng tubig. Kapag nililinang ang mga itlog ng fasciola, dapat itong isaalang-alang na mas mabilis silang umunlad sa dilim, habang ang miracidium ay nabuo sa mga live na itlog sa temperatura na 22-24 ° C sa 9-12 araw. Kapag microscopy pagbuo ng mga itlog Ang mga paggalaw ng trematodes miracidium ay malinaw na nakikita. Ang Fasciola miracidium ay lumalabas mula sa mga balat ng itlog sa liwanag lamang. Kapag naglilinang, ang tubig ay pinapalitan pagkatapos ng 2-3 araw.

Ang hookworm larvae at strongyloid ay nilinang sa agar sa isang Petri dish na may uling ng hayop. Pagkatapos na nasa thermostat sa temperaturang 26-30 ° C sa loob ng 5-6 na araw, kumalat ang larvae sa agar, na nag-iiwan ng landas ng bakterya (Fülleborn method).

Paraan ni Harada at Mori (1955). 7 ml ng distilled water ay idinagdag sa mga test tube na inilagay sa isang rack. Kumuha ng 0.5 g ng feces na may isang kahoy na stick at gumawa ng isang pahid sa filter na papel (15X150 mm) 5 cm mula sa kaliwang gilid (ang operasyon na ito ay isinasagawa sa isang sheet ng papel upang maprotektahan ang ibabaw ng talahanayan ng laboratoryo). Pagkatapos ang strip na may smear ay ipinasok sa tubo upang ang kaliwang dulo na libre mula sa pahid ay umabot sa ilalim ng tubo. Ang itaas na dulo ay natatakpan ng isang piraso ng cellophane at mahigpit na nakabalot sa isang nababanat na banda. Sa test tube isulat ang numero at apelyido ng paksa. Sa ganitong estado, ang mga tubo ay nakaimbak sa loob ng 8-10 araw sa temperatura na 28 °C. Upang pag-aralan ang kultura, alisin at alisin ang takip ng cellophane at alisin ang isang strip ng filter na papel na may mga sipit. Ang pangangalaga ay dapat gawin sa kasong ito, dahil ang isang maliit na bilang ng mga infective larvae ay maaaring lumipat sa itaas na dulo ng filter na papel o sa dingding ng test tube at tumagos sa ilalim ng ibabaw ng cellophane.

Ang mga tubo ay inilalagay sa mainit paliguan ng tubig sa temperatura na 50 °C sa loob ng 15 minuto, pagkatapos kung saan ang mga nilalaman ay inalog at mabilis na ibinuhos sa isang 15-ml na tubo para sa sedimentation ng larvae. Pagkatapos ng centrifugation, ang supernatant ay tinanggal, at ang namuo ay inilipat sa isang glass slide, na natatakpan ng isang coverslip at naka-microscope sa ilalim ng mababang pag-magnify.

Para sa differential diagnosis ng filariform larvae, kinakailangang gamitin ang data na ipinakita sa Talahanayan. 13.

Mga pamamaraan para sa paglamlam ng mga itlog at larvae ng helminths. Ang mga patay na tisyu sa karamihan ng mga kaso ay nakikita ang mga kulay nang mas mabilis kaysa sa mga buhay. Ang mga tampok na ito ay ginagamit sa helminthology upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog at larvae ng helminths. Gayunpaman, sa ilang mga kaso, ang ilang mga pintura ay mas mahusay na nakikita ng mga buhay na tisyu kaysa sa mga patay.

Talahanayan 13. Differential diagnosis ng filamentous larvae ng A.duodenale, N.americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp.

Para sa differential recognition ng buhay at patay na mga itlog at larvae, ang mga sumusunod na pintura at pamamaraan ay ginagamit.

Ang methylene blue leucobase ay ginagamit upang mantsang buhay at patay na mga tisyu. Ang isang buhay na cell o tissue ay binabawasan ang methylene blue sa isang walang kulay na leucobase; ang patay na tissue ay walang ganitong kakayahan, at samakatuwid ay nakakakuha ng isang kulay.

Para sa pangkulay ng mga itlog ng Ascaris, maaari mong gamitin ang methylene blue sa isang solusyon ng lactic acid na may caustic alkali (methylene blue 0.05 g, caustic soda 0.5 g, lactic acid 15 ml). Ang mga buhay na itlog ay hindi nakikita ang kulay, ang mga embryo ng mga patay na itlog ay nabahiran Kulay asul.

Ang paraan ng paglamlam ay hindi naaangkop sa mga immature roundworm at whipworm na mga itlog; ang pigmented shell ay mantsa, at samakatuwid ay hindi nakikita kung ang germ cell sa loob ng itlog ay may mantsa.

Ang larvae ng Ascaris ay nabahiran ng isang pangunahing solusyon ng brilliant-cresyl blue na pintura sa isang konsentrasyon ng 1:10 000 tulad ng sumusunod: isang patak ng likido na may mga itlog ng ascaris at isang patak ng pangunahing solusyon sa pintura ay inilalapat sa isang glass slide. Ang paghahanda ay natatakpan ng isang coverslip, na mahigpit na pinindot sa bagay na may magaan na pag-tap gamit ang isang dissecting needle. Sa ilalim ng isang mikroskopyo, ang bilang ng mga napisa na larvae at ang antas ng kanilang paglamlam ay sinusunod, pagkatapos nito ay muling susuriin ang parehong paghahanda pagkatapos ng 2-3 oras. Tanging ang mga undeformed larvae na hindi nabahiran ng 2 oras ay itinuturing na buhay. Ang mga patay na larvae ay nabahiran kapag ang shell break (bahagyang o ganap).

Ang posibilidad ng paglamlam ng mga paghahanda na may solusyon sa yodo sa pagtukoy ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng mga ibon ng ascaridia ay ipinahiwatig. Sa kasong ito, ang isang 5% na solusyon sa alkohol ng yodo ay ginagamit bilang isang pangulay. Kapag inilapat ito sa paghahanda, ang mga embryo ng mga patay na itlog ng ascaridia ay nabahiran sa loob ng 1-3 s. kulay kahel. Mga patay na itlog ng opisthorchis at oncospheres bull tapeworm nabahiran ng solusyon ng toluidine blue (1:1000), at dead oncospheres ng bovine tapeworm - na may solusyon ng brilliant-cresyl blue (1:10,000). Kasabay nito, ang mga embryo at shell ng parehong patay at buhay na mga itlog ay nakakakuha ng kulay. Samakatuwid, pagkatapos ng paglamlam, ang mga itlog at oncospheres ay hinuhugasan sa purong tubig at dagdag na namantsahan ng safranin (natunaw ng 1:10,000 na may 10% na solusyon sa alkohol). Ang alkohol ay nag-aalis ng tina mula sa mga shell, at ang safranin ay nagbibigay sa kanila ng pulang kulay. Bilang resulta, ang mga buhay na itlog ay nabahiran ng pula, ang embryo ng mga patay na itlog ay asul, at ang shell ay nananatiling pula. Ang mga patay na embryo ng bovine tapeworm ay mabilis na oncospheres, sa loob ng ilang minuto, nagiging maliwanag na pula o kulay rosas safranin o asul na brilliant-cresyl blue sa dilution na 1:4000 o indigo carmine sa dilution na 1:1000-1:2000.

Ang mga buhay na embryo ay hindi nagbabago sa ilalim ng impluwensya ng mga kulay na ito kahit na pagkatapos ng 2-7 oras.

Upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga pygmy tapeworm na itlog, inirerekumenda na gamitin ang mga sumusunod na pintura: 1) makikinang na cresyl blue (1: 8000) - pagkatapos ng 1 oras, ang oncosphere ng mga patay na itlog ay lalong maliwanag na nabahiran, na nakatayo nang matindi laban sa isang maputla. o walang kulay na background ng natitirang bahagi ng itlog; 2) safranin: sa isang pagbabanto ng 1:8000 kapag nakalantad sa loob ng 2 oras at 1:5000 para sa 3-5 na oras; 3) 50% na solusyon ng pyrogallic acid sa isang pagbabanto ng 1: 2 - kapag nakalantad sa loob ng 1 oras sa temperatura na 29-30 ° C (mas mababa ang temperatura, mas mahaba ang proseso ng paglamlam).

Ang mga live na plerocercoid ng malawak na tapeworm ay nabahiran ng mabuti ng may tubig na solusyon (1:1000) ng neutral na bibig sa loob ng 5-20 minuto. Upang makakuha ng isang persistent pink na kulay na hindi nawawala sa loob ng 5 araw at hindi nakakaapekto sa kadaliang mapakilos ng plerocercoids, 10 minuto ay karaniwang sapat. Ang antas ng kulay ay kinokontrol sa pamamagitan ng pagtingin sa larvae sa malinis isotonic na solusyon sodium chloride, kung saan ang mga plerocercoid ay pana-panahong inalis mula sa pintura. Maipapayo na gumamit ng methylene blue upang mantsang patay na plerocercoids.

Ang R.E. Chobanov et al. (1986) ay nagmungkahi ng isang paraan para sa pagtukoy ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog at larvae ng helminths gamit ang rubrin pigment na nakuha sa panahon ng paglilinang bilang isang pangulay. fungus ng amag Peniciliium rubrum. Upang gawin ito, gumamit ng 3% aqueous dye solution.

Ang proseso ng pagkulay ng mga itlog at larvae ay nakumpleto pagkatapos ng 1.5 oras. Ang mga hindi mabubuhay na itlog ng pinworms, bovine at dwarf tapeworm, ankylostomides, trichostrongylids ay nakakakuha ng matinding kulay rosas na kulay, ang larvae ng ankylostomids at trichostrongylids ay nagiging pula. Ang isang hindi gaanong maliwanag na kulay ay sinusunod sa mga ascaris at whipworm na mga itlog, dahil, nakatayo mula sa mga bituka, mayroon na silang dark brown na kulay: Ang mga mabubuhay na itlog at larvae ay hindi mantsa.

Physico-chemical na pamamaraan para sa pagpapasigla ng pagpapalabas ng miracdia mula sa mga itlog ng trematode. Ang mga pamamaraan ay binuo ng S.M. German at S.A. Beer (1984) upang matukoy ang posibilidad ng opisthorchia at dicrocelium na mga itlog sa pamamagitan ng paglalantad ng mga itlog sa medium ng reaksyon. Kung sila ay buhay, ang miracidium ay lumalabas. Ang mga pamamaraan ay batay sa physicochemical activation ng miracidium hatching gland at pagpapasigla ng aktibidad ng motor ng larva. Ang pagpapasigla ay nakamit sa pamamagitan ng paglalantad ng mga itlog ng trematode sa isang espesyal na daluyan ng reaksyon kasabay ng mga sunud-sunod na pamamaraan - paglikha ng pagkakaiba sa temperatura, pagpapatuyo ng suspensyon ng mga itlog, pagkakalantad sa mahinang agos ng likido sa pagbaba ng pagsubok, na nag-aambag sa mass release ng miracidia mula sa itlog.

Pagpapasiya ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng opistorch sa pamamagitan ng pamamaraan ng Herman, Beer. Ang isang suspensyon ng mga itlog sa tubig (tap, naayos) ay pre-cooled sa 10-12 ° C. Ang lahat ng mga kasunod na operasyon ay isinasagawa sa temperatura ng silid (18-22 °C). Isang patak (mga 0.05 ml) ng isang suspensyon na naglalaman ng 100-400 itlog ay idinagdag sa isang centrifuge tube. Ang mga test tube ay inilalagay sa isang rack para sa 5-10 minuto upang mamuo ang mga itlog. Pagkatapos, gamit ang isang makitid na strip ng filter na papel, ang labis na tubig ay maingat na sinipsip hanggang sa ganap itong maalis. 2 patak ng daluyan ay idinagdag sa test tube, inalog, ang mga nilalaman ay inilipat gamit ang isang pipette papunta sa isang glass slide at iniwan sa loob ng 5-10 minuto, bahagyang nanginginig (o inilagay sa ilalim ng isang hair dryer) upang lumikha ng mahinang daloy ng likido sa pagbaba ng suspensyon sa ilalim ng pag-aaral. Ang operasyon na ito, na ginagaya ang bituka peristalsis ng isang mollusk, ay nagbibigay-daan sa iyo upang maisaaktibo ang pagpapalabas ng miracidia. Pagkatapos nito, 2 higit pang mga patak ng daluyan ay idinagdag sa suspensyon, at pagkatapos ay ang paghahanda ay mikroskopikong sinusuri gamit ang isang maginoo na light microscope (X200). Sa panahong ito, ang mga itlog na may mabubuhay na miracidia ay dapat magbukas ng takip, habang ang larva ay aktibong lumalabas sa kapaligiran. Dahil sa pagkakaroon ng ethanol sa loob nito, ang miracidium ay hindi kumikilos sa loob ng 3-5 minuto, at pagkatapos ay nabahiran ng isang pangulay sa daluyan. Bilang resulta, ang miracidia ay madaling matukoy at mabibilang.

Paghahanda ng medium ng reaksyon. Ang medium ay inihanda sa 0.05 M Tris-HCi buffer sa ilalim ng pinakamabuting kalagayan na pH na 8.0-9.5. Ang ethanol ay idinagdag sa buffer hanggang 10-13% at isang dye (safranin, methylene blue at iba pang gumagana sa loob ng hanay ng pH) hanggang sa bahagyang kulay ang likido (halimbawa, para sa safranin ang huling konsentrasyon nito ay magiging 1:50,000). Maaari kang gumamit ng isa pang buffer na gumagana sa alkaline pH range, gaya ng 0.05 M phosphate (pH 8.5). Samakatuwid, ang daluyan ay naglalaman ng 96% ethanol - 12 bahagi; pangkulay ( alak ng ina) - 1-10 bahagi; 0.05 M tris-HC! buffer (pH 8.5-9.5) - hanggang sa 100 bahagi. Katamtamang halimbawa: 12 bahagi ng 96% ethanol, 1 bahagi ng saturated safranin solution, ang natitira hanggang 100 bahagi - 0.05 M Tris-HCl buffer, pH 9.5.

Pagpapasiya ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng dicrocelium sa pamamagitan ng pamamaraan ng Herman, Beer, Stratan. Ang isang patak ng suspensyon na naglalaman ng 100-150 trematode egg ay inilalagay sa isang centrifuge tube sa loob ng 1-2 minuto upang tumira ang mga itlog. Ang likido ay pagkatapos ay maingat na tuyo sa isang strip ng filter na papel. Magdagdag ng 1-2 patak ng reaction medium na may Pasteur pipette at i-incubate sa isang water bath sa 28-30 °C sa loob ng 2-3 minuto. Komposisyon ng medium: 6 na bahagi ng butanol, 94 na bahagi ng 0.4% sodium chloride solution o 0.3% potassium chloride solution sa distilled water. Ang mga itlog sa daluyan ay inilipat gamit ang isang pipette sa isang glass slide at iniwan para sa 1.5-2 na oras sa temperatura ng silid (18-22 ° C), habang bawat 25-30 minuto (habang natuyo) magdagdag ng 1-2 patak (0.05). ml) solusyon ng butanol sa distilled water. Pagkatapos nito, ang paghahanda ay microscoped sa 100-200-fold magnification. Ang kakayahang mabuhay ay tinutukoy ng bilang ng mga nabuksan na itlog na may inilabas na miracidia. Ang butanol ay tumagos sa mga pores ng egg shell, umabot sa miracidia at pinapagana ang mga ito. Ang pagpapapisa ng itlog sa isang minarkahang temperatura ay nagpapahusay sa prosesong ito. Ang butanol sa konsentrasyon na 3-7% ay nakapipinsala sa miracidium na lumabas mula sa itlog. Ang paglipat ng isang suspensyon ng mga itlog mula sa isang test tube patungo sa isang glass slide ay nagbibigay-daan, sa oras na lumabas ang miracidium (pagkatapos ng 30-40 minuto), upang mabawasan ang konsentrasyon ng butanol dahil sa volatilization sa isang ligtas na antas (1.5-0.5%). Ang pagkakaroon ng sodium chloride sa medium sa isang konsentrasyon ng 0.1-0.5% (o potassium chloride sa isang konsentrasyon ng 0.05-0.4%) ay tumutukoy sa aktibidad ng inilabas na miracidium. Sa kaibahan sa maliliit na transparent na itlog ng opisthorch, ang mga itlog ng dicrocelium ay may madilim na kulay na shell; mayroon silang malinaw na nakikitang talukap ng mata, na bukas pagkatapos ng paglabas ng miracidium. Samakatuwid, ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng dicrocelium ay mas madaling masuri sa pamamagitan ng pagbibilang ng mga itlog na nabuksan, sa halip na sa pamamagitan ng paglamlam at pagbibilang ng miracidia.

Luminescent na paraan para sa pag-aaral ng mga itlog at larvae ng helminths.

Sa unang pagkakataon sa pagsasanay sa helminthological, ang mga pamamaraan ng luminescence microscopy ay inilapat noong 1955. Naiulat na ginagawang posible ng luminescence microscopy na pag-iba-ibahin ang mga buhay at patay na bagay nang hindi nasisira ang itlog. Para sa fluorescence, hindi UV rays ang ginamit, ngunit ang blue-violet na bahagi ng nakikitang liwanag, na may isang conventional microscope at glass slides; isang espesyal na hanay ng mga filter ng kulay ang ginamit para sa OI-18 illuminator.

Napag-alaman na ang buhay at patay na mga itlog ng roundworms, pinworms, pygmy tapeworms, bovine tapeworms, broad tapeworms at iba pang helminths ay luminesce. Ang hindi pangkaraniwang bagay na ito ay sinusunod kapwa sa panahon ng pangunahing luminescence nang walang paggamit ng mga tina, at kapag nabahiran ng mga fluorochromes (acridine orange, corifosphine, primulin, auroline, berlerin sulfate, tripaflavin, rivanol, quinacrine, atbp.).

Unpainted live non-segmented roundworm itlog kumikinang maliwanag berde na may madilaw-dilaw na tint; sa mga patay na itlog, ang shell ay naglalabas ng berdeng ilaw na mas maliwanag kaysa sa madilim na berdeng embryonic; sa mga roundworm na itlog na may larva, ang shell lamang ang lilitaw, habang sa patay, ang shell at ang larva ay maliwanag na dilaw.

Ang hindi pigmented at unsegmented na live na mga itlog ng pinworms at pygmy tapeworm ay naglalabas ng maberde-dilaw na liwanag; sa mga patay na itlog, ang shell ay matinding luminesces laban sa background ng isang madilim na berdeng embryonic mass. Sa pangalawang luminescence (kapag nabahiran ng acridine orange sa isang dilution na 1:10 OOO at 1:50 OOO mula 30 minuto hanggang 2 oras), ang shell ng mga buhay at patay na nematode, trematodes at cestodes ay luminesces nang iba.

Ang shell ng buhay at patay na Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum ay nagiging orange-red. Mga embryo ng buhay na Asc. lumbricoides, T.leonina, H.diminuta, D.latum at oncospheres ng bovine tapeworm luminesce sa isang mapurol na dark green o gray-green na kulay. Ang mga patay na embryo ng mga helminth egg na ito ay naglalabas ng "nasusunog" na orange-red na ilaw. Ang mga live na pinworm larvae at toxocar (mga kabibi ng itlog) ay naglalabas ng mapurol na kulay-abo-berdeng liwanag, at kapag sila ay namatay, ang kulay ay nagbabago mula sa dulo ng ulo sa isang "nasusunog" na mapusyaw na berde, pagkatapos ay dilaw, orange, at sa wakas ay maliwanag na kahel.

Kapag nabahiran ng fluorochromes - coryphosphyllum, primulin - sa mga patay na itlog ng ascarids at whipworms, ang isang glow mula sa lilac-dilaw hanggang tanso-pula ay sinusunod. Ang mga mabubuhay na itlog ay hindi luminesce, ngunit nagiging madilim na berde. Ang mga buhay na itlog ng trematodes na Paragonimus westermani at Clonorchis sinensis ay hindi luminesce pagkatapos mabahiran ng acridine orange, habang ang mga patay na itlog ay naglalabas ng madilaw na berdeng ilaw.

Ang paraan ng luminescence ay maaari ding gamitin upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng helminth larvae. Kaya, fluorochromized na may solusyon ng acridine orange (1:2000) larvae ng strongylate, rhabdita glow: live - berde (na may tint), patay - maliwanag na orange na ilaw. Ang mga live larvae ng Trichinella ay hindi kumikinang o nagbibigay ng mahinang ningning kapag ginagamot sa loob ng 10 minuto ng mga solusyon ng fluorescein isothiocyanate, auramine, atbp. Ang fluorochromized dead larvae (sa konsentrasyon na 1:5000) ay nagbibigay ng maliwanag na glow.

Ang nabubuhay na miracidia na lumabas mula sa shell ay naglalabas ng madilim na mala-bughaw na ilaw na may bahagya na kapansin-pansing dilaw na corolla ng cilia, ngunit 10-15 minuto pagkatapos ng kamatayan ay lumilitaw sila bilang isang maliwanag na "nasusunog" na mapusyaw na berde, at pagkatapos ay orange-pulang ilaw.

Direktang pamamaraan: pagtuklas ng mga helminth mismo, ang kanilang mga fragment, itlog, larvae sa feces, ihi, duodenal secretion, plema, ilong at vaginal mucus, ang mga nilalaman ng subungual na mga puwang, biopsied tissue piraso.

Kapag nag-diagnose, imposibleng matukoy sa pamamagitan ng anumang paraan ang mga itlog o larvae ng lahat ng uri ng helminth na naninirahan sa sistema ng pagtunaw tao. Kaya, kapag gumagamit ng paraan ng paglutang, ang mga itlog ng trematode at, sa ilang mga kaso, ang mga unfertilized na roundworm na itlog ay hindi lumulutang sa ibabaw na pelikula (dahil sa mataas na tiyak na gravity). Sa mga feces, napakabihirang makahanap ng mga pinworm na itlog, teniid oncospheres, na nakikita ng mga espesyal na pamamaraan ng pananaliksik: pag-scrape mula sa perianal folds para sa mga pinworm at teniid, mga paraan ng sedimentation para sa trematodes (opistorch egg, atbp.). Samakatuwid, para sa isang naka-target na pagsusuri ng pasyente para sa helminthiases, dapat ipahiwatig ng doktor sa referral kung aling mga helminth ang dapat bigyan ng pangunahing pansin (diagnosis), na magpapahintulot sa katulong sa laboratoryo na pumili ng naaangkop na pamamaraan para sa pagkilala sa ganitong uri ng helminth. Ang mga dumi ay kinuha mula sa ibat ibang lugar Ang mga dumi sa halagang hindi bababa sa 50 gramo (kutsarita) sa isang malinis na ulam na salamin ay dapat ipadala sa laboratoryo nang hindi lalampas sa isang araw pagkatapos ng pagdumi at suriin sa araw ng pagpasok.

Kung kinakailangan upang panatilihin ang mga dumi hanggang sa susunod na araw, ito ay inilalagay sa isang malamig na lugar (0-4 ° C) o puno ng isa sa mga preservatives.

Bago ang pag-aaral, ang mga dumi ay halo-halong may isang stick upang ang mga itlog ng helmint ay pantay na ibinahagi sa kabuuang masa.

Kung ang anumang helminth egg ay matatagpuan sa paghahanda, ang pagtingin ay hindi hihinto, dahil. maaaring doble o triple invasion.

Ang pagsubaybay sa pagiging epektibo ng paggamot ng helminthiasis ay isinasagawa sa pamamagitan ng pagsusuri sa mga feces para sa mga itlog ng helminth sa loob ng 2-3 linggo o 2-3 buwan pagkatapos ng paggamot, depende sa nakitang helminth.

Ang mga macroscopic na pamamaraan ay ginagamit upang makita ang buong sexually mature helminths o ang kanilang mga fragment sa mga dumi gamit ang mata o gamit ang isang hand-held magnifying glass.

Kadalasan sa ibabaw ng mga dumi pagkatapos ng pagdumi, maaari mong makita ang aktibong gumagapang na mga pinworm; excreted na may feces roundworm; minsan ang mga tao mismo ay napapansin ang paglabas ng helminths. Sa mga pasyente na may diphyllobothriasis, ang mga fragment ng strobilus ng tapeworm (sa anyo ng "noodles") ay maaaring tumayo, at sa mga nahawaan ng teniids (baboy o bovine tapeworm), mga segment ng helminths (sa anyo ng "white cuts" ) madalas na iniiwan ang mga dumi (sa anyo ng "mga puting hiwa") o sila ay aktibong gumagapang palabas ng anus.

Ang macroscopic na paraan ay ang pangunahing para sa differential diagnosis teniidosis at teniarhynchosis (kasama ang isang survey).

Sa mga espesyal na pamamaraan ng macroscopic, ang paraan ng sunud-sunod na paghuhugas ng mga feces ay ginagamit.

Ang mga dumi ay halo-halong tubig upang makakuha ng isang pare-parehong suspensyon, pagkatapos nito, sa ilalim ng mahusay na pag-iilaw, maingat na sinusuri ang mga ito sa magkahiwalay na maliliit na bahagi sa itim na photographic cuvettes o sa isang madilim na background sa mga Petri dish. Gamit ang mga sipit o isang dissecting needle, ang lahat ng mga kahina-hinalang puting particle, malalaking pormasyon na kahina-hinalang mga fragment ng helminths ay inalis at sinusuri sa ilalim ng magnifying glass sa pagitan ng dalawang glass slide. Ang maliliit na helminth o mga ulo ng cestodes ay sinusuri sa ilalim ng magnifying glass sa isang patak ng gliserin o sa ilalim ng mikroskopyo.

Kapag ginagamit ang pamamaraang ito para sa pagsusuri ng mga segment ng baboy, bovine tapeworm, malawak na tapeworm, ang mga hugasan na mga segment ay inilalagay sa pagitan ng dalawang baso at, tinitingnan ang liwanag sa ilalim ng magnifying glass o isang mababang magnification ng mikroskopyo, ang species ay tinutukoy ng ang istraktura ng matris (sa isang mature na segment ng pork tapeworm, 8-12 lateral branches, at sa bull tapeworm 18-32, mas madalas 28-32, sa isang malawak na tapeworm, ang mga segment ay mas malawak at ang uterus ay nasa ang sentro sa anyo ng isang "rosette"). Kung ang matris ay hindi gaanong nakikita, pagkatapos ay maaari muna itong hawakan nang ilang oras sa isang 50% na solusyon sa gliserin, pagkatapos nito kahit na ang mga desyerto na mga putot ng matris ay malinaw na nakikita.

Kapag tinutukoy ang mga cestodes na ito sa pamamagitan ng istraktura ng mga hiwalay na ulo, maingat na inilalagay ang mga ito gamit ang isang leeg sa isang patak ng gliserol sa pagitan ng mga slide ng salamin (o tinatakpan ng isang coverslip) at, nang walang pagpiga, ay sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo sa mababang paglaki.

Mga pamamaraan ng mikroskopiko nahahati sa simple, kumplikado at espesyal.

Ang mga simpleng pamamaraan ay katutubong pahid, katutubong pahid na may solusyon ni Lugol, mga paraan ng makapal na pahid sa ilalim ng cellophane ayon kay Kato, pag-twist (ayon kay Shulman) at pag-scrape ng perianal.

Ang mga kumplikadong pamamaraan ay mas mahusay at batay sa konsentrasyon ng mga itlog sa paghahanda. Kasama sa mga ito ang paunang paggamot ng mga dumi na may mga likidong reagents, bilang isang resulta kung saan ang mga helminth egg ay maaaring namuo o lumutang sa ibabaw ng likido.

Kasama sa mga kumplikadong pamamaraan ang mga pamamaraan ng pagpapayaman:

a) flotation (kapag ang specific gravity ng mga itlog ay mas mababa sa specific gravity ng saline solution at lumutang ang mga itlog sa surface film);

b) sedimentation (kapag ang specific gravity ng mga itlog ay mas malaki kaysa sa specific gravity ng mga solusyon sa asin at ang mga itlog ay tumira sa sediment).

Ang mga espesyal na pamamaraan para sa pag-detect ng mga itlog at larvae ng helminths, cysts at vegetative forms ng protozoa ay ang mga paraan ng pag-scrape, flotation, sedimentation, larvoscopy, protozooscopy, pag-aaral ng apdo at mga paraan ng paglamlam ng smears ng feces, plema, atbp.

Mga Simpleng Paraan sa Pagsusuri ng Dumi

katutubong pahid. Ang isang maliit na butil ng dumi ay kinuha gamit ang isang kahoy na patpat mula sa iba't ibang bahagi ng inihatid na bahagi, ipinahid ng mabuti sa isang glass slide sa isang drop ng 50% gliserin solution at isang manipis na pahid ay ginawa sa 2-3 glass slide. Hindi bababa sa 3 paghahanda ang sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo. Kakulangan ng pamamaraan: ang isang maliit na halaga ng materyal ay tiningnan, samakatuwid hindi ito ginagamit bilang isang independiyenteng pamamaraan.

Pamamaraan ng twisting(Shulman). Ang 2.0-3.0 g ng mga feces ay inilalagay sa isang baso, lubusan na hinalo gamit ang isang baso na may 5-tiklop na dami ng asin o distilled water, na gumagawa ng mabilis na paggalaw sa loob ng 2-3 minuto, at mabilis na alisin ang stick mula sa pinaghalong. Ang isang patak ng pinaghalong sa dulo ng stick ay inilipat sa isang glass slide at microscoped. Ang prinsipyo ng centrifugal force ay nagiging sanhi ng akumulasyon ng mga itlog at larvae sa isang stick.

Kato thick smear method na may cellophane. Mga kemikal na reagents: 100% glycerol, 6% phenol solution (100 ml tubig + 6 g phenol), 3% malachite green solution (2.5 ml distilled water + 75 ml malachite green).

Paghahanda ng gumaganang solusyon: 100 ml ng 6% phenol solution + 100 ml ng purong gliserin + 1.2 ml ng 3% malachite green solution.

Paghahanda ng mga piraso ng cellophane: ang mga piraso ng cellophane ay pinutol, ang laki nito ay tumutugma sa slide ng salamin. Ang cellophane ay dapat na hydrophilic (ang cellophane na nasusunog ay angkop; kung ito ay natutunaw, kung gayon ito ay hindi angkop). Hanggang sa 5 libong mga piraso ay maaaring maproseso sa gumaganang solusyon. Ang oras ng pagkakalantad ng mga piraso ng cellophane hanggang handa na para sa paggamit sa gumaganang solusyon ay hindi bababa sa 24 na oras.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang 50 mg ng feces (ang laki ng isang malaking gisantes) ay inilapat sa isang glass slide, kuskusin ng isang indibidwal na stick (salamin, kahoy), natatakpan ng isang cellophane strip at ipinahid sa tuktok na may isang goma stopper hanggang sa isang pare-parehong makapal na pahid ay nakuha. . Ang gamot ay pinatuyo sa temperatura ng silid sa loob ng isang oras o sa isang termostat sa 40°C para sa 20-30 minuto at mikroskopiko (ang oras ng pagkakalantad ay maaaring tumaas sa temperatura ng silid sa 5-6 na oras o higit pa).

Sa mga tuntunin ng kahusayan, ang pamamaraang ito ay lumalapit sa paraan ng flotation, ngunit nagpapakita ng matinding at katamtamang intensity na pagsalakay.

Ginagamit ito bilang isang independiyenteng pamamaraan ng diagnostic at inirerekomenda para sa pagsusuri ng masa ng populasyon.

Sa mga klinikal na diagnostic na laboratoryo, ginagamit ito bilang isang pinag-isang paraan para sa pag-diagnose ng mga helminth sa kawalan ng mga tiyak na diagnosis sa mga direksyon ng mga doktor.

Ang mga pamamaraan para sa perianal scraping at native smear na may solusyon ng Lugol ay inilarawan sa seksyon sa mga espesyal na pamamaraan.

Sopistikadong pamamaraan ng pagpapayaman ng dumi

Ang mga pamamaraan ng pagpapayaman ay batay sa pagkakaiba sa tiyak na gravity ng mga itlog ng helminth at ang solusyon sa asin na ginamit.

Kapag nag-aaplay ng paraan ng flotation, maaaring gamitin ang mga sumusunod na solusyon sa asin:

1. Isang solusyon ng lead nitrate PbNO3 (lead nitrate) na may density na 1.5. Inihanda sa rate na 650 g ng sangkap bawat 1 litro ng tubig. Ang asin ay natunaw sa mga bahagi sa mainit na tubig sa isang enamel bowl, pinainit sa kalan at patuloy na pagpapakilos hanggang sa ganap na matunaw. Hindi kinakailangang i-filter ang solusyon. Ang solusyon ay inihanda sa araw ng pag-aaral, dahil sa paglipas ng panahon ito ay namuo, at ang density nito ay nagsisimulang bumagsak pagkatapos ng 24 na oras. Kung ang solusyon ay inihanda sa sa malaking bilang, pagkatapos ay sa mga sumusunod na araw bago ang pag-aaral ay pinainit ito, na pinupukaw ang sediment. Ang paghahanda ng solusyon ay isinasagawa sa isang fume hood, dahil ang lead nitrate ay isang mabigat na metal na asin.

2. Ang isang solusyon ng ammonium nitrate NH4NO3 (butil-butil o ordinaryong ammonium nitrate) na may density na 1.3 ay inihanda sa parehong paraan tulad ng nauna, ngunit sa rate na 1500 g ng sangkap bawat 1 litro mainit na tubig.

3. Ang isang solusyon ng sodium nitrate NaNO3 o sodium nitrate na may density na 1.38-1.4 ay inihanda sa rate na 1000 g ng sangkap bawat 1 litro ng mainit na tubig.

4. Ang isang solusyon ng sodium thiosulfate Na2S2O3×5H2O (sodium hyposulfite) na may density na 1.4 ay inihanda sa rate na 1750 g ng sangkap bawat 1 litro ng mainit na tubig.

5. Ang isang solusyon ng sodium sulfate Na2SO4 (epsom salt) na may density na 1.26-1.28 ay inihanda sa rate na 920 g ng sangkap bawat 1 litro ng mainit na tubig.

6. Ang isang solusyon ng zinc chloride ZnCl2 (zinc chloride) na may density na 1.82 ay inihanda sa rate na 2000 g ng sangkap bawat 1 litro ng mainit na tubig. Ang pinalamig na solusyon ay hindi nag-kristal.

7. Saturated na solusyon ng sodium chloride NaCl (karaniwang asin) na may density na 1.18-1.2. Sa! l ng tubig, magdagdag ng 400-420 g ng asin sa mga bahagi sa isang enameled na balde ng tubig na kumukulo, patuloy na pagpapakilos hanggang sa ganap na matunaw. Habang lumalamig ang solusyon, namuo ang mga kristal ng sodium chloride.

Ang tiyak na gravity ng mga solusyon sa flotation ay sinusukat gamit ang isang aerometer pagkatapos lamang na ganap na lumamig ang solusyon sa temperatura ng silid.

Ang mga paraan ng flotation ay pinaka-epektibo para sa pag-detect ng mga itlog ng pygmy tapeworm, whipworm, hookworm, ascaris, at broad tapeworm.

Maaaring alisin ang ibabaw na pelikula gamit ang wire loop o glass slide.

Sa isang saturated sodium chloride solution, ang pelikula ay maaaring suriin pagkatapos ng 30-40 minuto, sa isang ammonium nitrate solution - pagkatapos ng 10-20-30 minuto pagkatapos ng pag-aayos.

Kapag inaalis ang pelikula gamit ang wire loop, hindi bababa sa 8 patak ang sinusuri.

Ang mga slide ay tinanggal mula sa pelikula mas maraming itlog kaysa sa mga wire loop. Ang baso ay dapat na nakikipag-ugnayan sa likidong solusyon sa flotation, na idinagdag sa beaker na may pipette. Pagkatapos ng pag-aayos, ang salamin ay aalisin, ilagay ang basang ibabaw sa ibabaw ng salamin mas malaking sukat at sinuri sa ilalim ng mikroskopyo. Ang mga slide ay dapat na degreased bago gamitin.

Para sa pananaliksik, dapat ay mayroon kang: mga glass slide, chemical cups, wire loops, cuvettes, Petri dishes, pipettes, peras, glass o wooden sticks.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang 5 g ng mga feces ay ibinuhos na may 10 beses na halaga ng solusyon sa lutang (mas mabuti na may tiyak na gravity na 1.38-1.40), lubusan na hinalo, hindi natutunaw ang malalaking particle ay inalis mula sa itaas at ang suspensyon ay naiwan sa loob ng 10-15 minuto. Ang pelikula ay pagkatapos ay tinanggal alinman sa isang loop sa isang glass slide o sa isang glass slide. Upang palabnawin ang mga dumi, mas mahusay na kumuha ng mga tasa na may kapasidad na 30-50 ml, ibuhos ang solusyon na flush sa mga gilid (o underfill 2-3 mm) at takpan ang pinaghalong may slide, at pagkatapos ay idagdag ang flotation solution na may isang pipette hanggang sa madikit ito sa slide. Pagkatapos ng 10-20 minuto, ang baso ay mabilis na tinanggal at ang natitirang pelikula dito ay ini-scan nang mikroskopiko nang walang takip na salamin.

Pamamaraan ng settling-sedimentation

Ang mga pamamaraan ng sedimentation ay ginagamit upang makita ang mga itlog ng geohelminths, biohelminths sa feces at bilang mga espesyal na pamamaraan ng pananaliksik para sa opisthorchiasis.

Pamamaraan ng Goryachev-Zolotukhin(pinasimpleng paraan ng Goryachev). Humigit-kumulang 1.5 g ng mga feces ay hinalo sa isang baso ng kemikal sa 3-4 ML ng tubig. Ang resultang suspensyon ay sinasala sa pamamagitan ng dalawang layer ng gauze sa isang centrifuge tube, na maingat na inilalagay sa ibabaw ng 4-5 ml ng isang saturated sodium chloride solution na nasa loob nito. Ang mga test tube ay inilalagay sa isang rack sa loob ng 15-20 oras. Sa panahong ito, ang mabibigat na itlog ng trematode ay naninirahan. Kumuha ng dalawang malinaw na demarcated na layer. Ang sediment ay mikroskopikong sinusuri.

Paraan ng eter-formalin. Ito ay ginagamit upang masuri ang lahat ng mga invasion sa bituka at bilang isang espesyal na paraan para sa mga protozoa at opisthorchia na mga itlog.

Kagamitan: centrifuge sa 3000 rpm; centrifuge graduated tubes, funnels; metal strainer (tsaa) o dalawang-layer na bendahe; glass slide at coverslips; kahoy (o salamin) sticks; bulak, bendahe.

Mga kemikal na reagents: 10% formalin solution (1 bahagi ng pharmaceutical formalin solution at 4 na bahagi ng distilled water); ethyl ether (medikal).

Ang 7 ml ng isang 10% na solusyon ng formalin ay ibinuhos sa mga centrifuge tubes at 1 g ng mga feces ay inilalagay (tulad ng dami ng mga feces na ang solusyon sa test tube ay tumataas sa 8 ml). Ang mga feces ay halo-halong may formalin hanggang sa mabuo ang isang homogenous mixture, at pagkatapos ay ibuhos sa pamamagitan ng isang metal strainer (o two-layer gauze, bandage) sa isa pang centrifuge tube (kung ang mga feces ay mananatili sa strainer, pagkatapos ay ang strainer ay dapat banlawan ng formalin). Magdagdag ng 2 ml ng eter sa centrifuge tube na ito, stopper at iling nang malakas sa loob ng 30 segundo.

Ang timpla ay isine-centrifuge sa 3000 rpm para sa isang minuto (posible para sa dalawang minuto sa 1500 rpm). Dahil sa reaksyon ng eter-formalin, ang coagulation ng mga protina ay nangyayari sa anyo ng isang cork sa tuktok ng test tube, at ang mga helminth egg ay namuo. Ang coagulant layer ay tinanggal, ang supernatant ay pinatuyo, ang namuo ay inilapat sa isang glass slide nang direkta mula sa test tube o sa isang Pasteur pipette, na natatakpan ng isang cover slip at tiningnan sa ilalim ng mikroskopyo.

Paraan ng pag-ulan ng eter-acetic. Ang prinsipyo ng ether-acetic precipitation ng helminth egg ay ang sunud-sunod na paggamot ng mga fecal sample na may 10% aqueous solution. acetic acid at eter. Ang acetic acid ay mas mahusay kaysa sa iba mga kemikal na compound emulsify ng fecal sample. Ito ay tumagos sa hindi natutunaw na mga particle, na binubuo pangunahin ng hibla, na kung kailan mahusay na nilalaman makagambala sa pananaliksik sa pamamagitan ng precipitating pagkatapos ng centrifugation. Ang kasunod na pagdaragdag ng eter sa tubo at pagpapakilos ay humahantong sa pagkuha ng acetic acid mula sa mga nilalaman ng tubo kasama ang mga fecal particle na pinapagbinhi nito. Dahil ang tiyak na gravity ng pinaghalong eter at acetic acid ay mas mababa kaysa sa tiyak na gravity ng tubig, ang mga sample ng dumi na ginagamot sa mga sangkap na ito ay lumulutang, at ang mga helminth egg, na may malaking tiyak na gravity, ay tumira.

Ang dami ng precipitate na nakuha pagkatapos ng ether-acetic precipitation ay 3-4 beses na mas mababa kaysa pagkatapos ng ether-formalin precipitation. Lubos nitong pinapadali ang pagtuklas ng mga itlog ng helminth sa loob nito at pinapayagan kang pag-aralan ang sediment sa kabuuan na may sample na 0.5-1 g. Ang toxicity ng ether-acetic na paraan ay 5 beses na mas mababa.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang 7 ml ng isang 10% na solusyon ng acetic acid ay ibinuhos sa isang graduated centrifuge tube at isang 1 g sample ng feces ay idinagdag (i.e., tulad ng isang halaga ng mga feces kung saan ang acetic acid solution ay tumataas sa 8 ml). Haluing mabuti gamit ang isang baso o kahoy na stick. Salain sa isang funnel na may dalawang layer ng gauze sa isa pang centrifuge tube. 2 ml ng ethyl ether (i.e. hanggang 10 ml) ay idinagdag sa emulsate. Ang mga test tube ay sarado gamit ang isang rubber stopper (ito ay posible mula sa isang penicillin vial) at inalog ng 15 segundo. Matapos tanggalin ang takip, ang mga tubo ay isine-centrifuge sa loob ng isang minuto sa 3000 rpm sa loob ng 2 minuto. Ang supernatant ay itinapon mula sa tubo. Sa ilang mga kaso, ang nabuong fecal plug ay nakakasagabal sa paglabas ng supernatant. Sa kasong ito, ang tapunan ay nahihiwalay mula sa mga dingding ng test tube na may baso o kahoy na baras. Ang buong precipitate ay ipipette sa isang glass slide at i-microscope sa ilalim ng coverslip sa mababang magnification. Ang precipitate ay kadalasang maliit at walang kulay. Ang mga helminth egg, lalo na ang maliliit na fluke egg, ay mahusay na nakita.

Paraan ng kemikal na sedimentation. Ang prinsipyo ng pag-aaral ay batay sa sedimentation ng mga itlog mula sa isang faecal sample sa isang saline solution na may tiyak na gravity na 1.15. Ang kakanyahan ng pamamaraan ay nakasalalay sa direktang sentripugasyon ng isang test tube kung saan ang isang stool plug na emulsified sa isang 1% na solusyon ng acetic acid ay naka-layer sa isang solusyon ng sodium nitrate (sp. weight 1.16). Ang mataas na tiyak na gravity ng solusyon sa asin at ang mga bula na inilabas ng kemikal na reaksyon, na tumagos sa layer ng homogenized feces, pinipigilan ang sedimentation nito. Ang mga itlog ng helminth ay namuo na may kaunting hibla. Ang sediment ay maaaring linisin ng natitirang detritus sa pamamagitan ng paggamot dito ng 10% acetic acid at eter. Sa kasong ito, isang helminth egg lamang ang nananatili, na lubos na nagpapadali sa kanilang pagkakakilanlan.

Pag-unlad ng pananaliksik. 6 ml ng sodium nitrate solution na may specific gravity na 1.15 ay ibinuhos sa isang graduated centrifuge tube. Ibuhos ang 7 ml ng 1% acetic acid solution sa isa pang test tube. Ang isang sample ng feces ay ipinakilala (hanggang sa marka ng 7.5 ml para sa isang sample na 0.5 g at hanggang 8 ml para sa isang sample ng 1.0 g). Lubusan ihalo ang sample na may glass rod. Salain sa isang funnel na may isang layer ng gauze, layering sa isang solusyon ng sodium nitrate. Ang tubo na may layered filtrate ay sentripuged sa 1500-2000 rpm sa loob ng 5 minuto. Itapon ang supernatant sa pamamagitan ng mabilis na pagbaligtad sa tubo. Magdagdag ng 3-4 ml ng isang 10% na solusyon ng acetic acid at 0.5 ml ng eter sa isang test tube na may precipitate, isara gamit ang isang rubber stopper at iling. Ulitin ang centrifugation sa loob ng 1 min. Itapon ang supernatant. Ang precipitate ay inililipat sa isang glass slide, na natatakpan ng isang coverslip at sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo.

MGA PAG-AARAL NG HELMINTHOLOGICAL NG BILLE, DUODENAL CONTENT, Sputum, DUGO, URI AT MUSCLES

Ang pagtuklas ng mga itlog at larvae ng helminth sa mga nilalaman ng duodenal at apdo. Ang pag-aaral ng mga nilalaman ng apdo at duodenal ay isinasagawa na may hinala ng helminthiases ng atay at gallbladder (opisthorchiasis, clonorchiasis, dicroceliasis) at duodenum(strongyloidiasis).

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang mga nilalaman ng duodenal at apdo (mga bahagi A, B, C) ay nakukuha sa karaniwang paraan gamit ang probing. Para sa bahagi B, inirerekumenda na kumuha ng gallbladder reflex sa pamamagitan ng pagpapakilala ng 33% na solusyon sa pamamagitan ng isang probe magnesiyo sulpate. Mula sa sinisiyasat na likido, ang mga natuklap na lumulutang dito ay pinipili at tinitingnan sa ilalim ng mikroskopyo, at pagkatapos ay hinahalo ito sa pantay na dami ng sulfuric eter. Ang timpla ay lubusang inalog at sentripugado. Ang supernatant ay itinatapon at ang buong namuo ay sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo.

Sa kawalan ng nana at uhog, ang mga nilalaman ng apdo at duodenal ay sentripuged nang walang paghahalo sa eter.

Pagsusuri ng plema. Sa helminthological practice, ang pagsusuri ng plema ay isinasagawa upang mga diagnostic sa laboratoryo paragonimosis. Minsan, ang mga schistosome egg, ascaris larvae, mga elemento ng echinococcal bladder ay napansin.

Ang isang katutubong smear ay inihanda mula sa plema sa isang glass slide, na sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo.

Sa isang masaganang nilalaman ng nana sa plema, ito ay halo-halong may 0.5% na solusyon ng caustic soda o caustic potassium, inalog ng 5 minuto at sentripuges. Ang sediment ay mikroskopikong sinusuri.

Pag-aaral ng dugo. Ang dugo ay sinusuri kung ang isang pasyente ay pinaghihinalaang may filariasis.

Dahil sa katotohanan na may ilang uri ng filariasis (loiasis, wuchereriosis na dulot ng subperiodic strain), ang larvae (microfilariae) ay nasa peripheral na dugo lamang sa araw, at may ilang (brugiasis, wuhereriosis na dulot ng isang panaka-nakang pilay) - sa gabi lamang, ayon sa pagkakabanggit, sa oras na ito ay kumukuha sila ng dugo para sa pagsusuri.

Ang pamamaraan ng pag-sample ng dugo, paghahanda ng mga paghahanda (manipis na pahid at makapal na patak), ang kanilang paglamlam (ayon kay Romanovsky) at ang pag-aaral ay katulad sa mga nasa laboratoryo ng diagnosis ng malaria.

microfilariae iba't ibang uri naiiba sa haba, lapad, kurbada ng katawan, ang pagkakaroon o kawalan ng takip, ang hugis ng dulo ng caudal, ang lokasyon ng nuclear substance sa katawan at ang caudal region ng larvae.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang ihi ay naayos nang hindi bababa sa 30 minuto, pagkatapos ay ang tuktok na layer ay pinatuyo, na nag-iiwan ng 10-15 ML ng sediment, na ibinuhos sa centrifuge tubes at centrifuge para sa 1-2 minuto. Pagkatapos maubos ang supernatant, ang namuo ay inilipat sa isang glass slide at susuriin sa ilalim ng mikroskopyo.

PAG-AARAL NG MUSCLE BIOPTY

Paraan ng Trichinoscopy. Ang pangangailangan para sa pag-aaral ng mga specimen ng biopsy ng mga kalamnan ng pasyente ay lumitaw kapag pinaghihinalaang trichinosis.

Ang isang biopsy ay isinasagawa ayon sa mga pangkalahatang tuntunin. Ang deltoid na kalamnan ay karaniwang biopsied. Sa panahon ng pagsusuri sa pathoanatomical, posible na gumawa ng biopsy ng mga kalamnan ng diaphragm, esophagus, dila, masticatory at intercostal na mga kalamnan, mga flexor ng paa, mga kalamnan ng eyeball, dahil ang mga ito ay pinaka-masinsinang apektado ng Trichinella larvae.

Sa laboratoryo, ang isang biopsied na piraso ng kalamnan ay pinutol sa napakaliit na piraso (microtome), na inilalagay sa pagitan ng dalawang baso, dinudurog ang mga fiber ng kalamnan, at sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo. Sa kasalukuyan, ang mga espesyal na mikroskopyo, trichinelloscope, ay malawakang ginagamit para sa layuning ito.

Sa kaso ng trichinosis, ang trichinoscopy sa kahabaan ng mga fibers ng kalamnan ay nagpapakita ng mga kilalang hugis-itlog (tulad ng lemon) na mga kapsula ng trichinosis. Ang average na laki ng mga kapsula ng tao ay 0.4 x 0.26 mm. Ang kapsula, bilang panuntunan, ay naglalaman ng isang trichinella na spirally na nakatiklop sa 2.5 na pagliko. Sa mataas na intensity ng pagsalakay, ang isang kapsula ay maaaring maglaman ng 2 o 3 larvae. Ang mga fibers ng kalamnan na katabi ng kapsula ay nawawala ang kanilang transverse striation at nagkakaroon ng homogenous na hitsura.

Ang karne ay sinusuri sa parehong paraan mga produktong karne na naging sanhi ng impeksyon.

Paraan ng Pagtunaw ng kalamnan. Ang pamamaraan ay mas mahusay.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ang pinag-aralan na mga kalamnan ay pinong tinadtad at puno ng artipisyal na gastric juice sa isang ratio na 1:15-20. Ang nagresultang timpla ay inilalagay sa isang termostat sa 37 ° C sa loob ng 12-16 na oras. Pagkatapos ng panahong ito, ang sediment ay na-microscope, kung saan ang libreng Trichinella larvae ay matatagpuan sa gitna ng mass ng mga labi ng natutunaw na mga fibers ng kalamnan.

Ang artipisyal na gastric juice ay maaaring mabili sa isang parmasya o ihanda sa isang laboratoryo. Upang gawin ito, magdagdag ng 10 ML ng concentrated hydrochloric acid sa 1 litro ng distilled water; bago gamitin, 30 g ng pepsin ay idinagdag sa 1 litro ng diluted acid.

MARAMING PARAAN NG PANANALIKSIK

Ginagamit ang quantitative research method sa pagtukoy ng intensity ng invasion, pagsusuri sa bisa ng iba't ibang anthelmintic na gamot, pagtukoy sa kalidad ng deworming, pagsubaybay sa patuloy na mass therapeutic at preventive measures, atbp.

Ang dami ng pagpapasiya ng mga itlog ng helminth ay isinasagawa sa pamamagitan ng dalawang pamamaraan: ang pamamaraan ng Stoll at ang pamamaraan ng Krasilnikov at Volkova (1974).

Pamamaraan ng Stoll. Upang maisagawa ang pag-aaral, dapat kang magkaroon ng mikroskopyo, isang glass flask na may marka na 56 at 60 ml, isang silindro ng pagsukat, mga kuwintas na salamin, isang goma na takip para sa prasko, mga nagtapos na pipette, mga slide ng salamin at 0.4% na solusyon ng sodium hydroxide.

Pag-unlad ng pananaliksik. Ibuhos ang decinormal sodium hydroxide solution (humigit-kumulang 0.4% na konsentrasyon) sa flask na may sukat na silindro sa markang 56 ml at magdagdag ng mga dumi hanggang sa umabot sa 60 ml ang antas ng likido (i.e. 4 ml ng mga dumi). Ang timpla ay lubusan na inalog gamit ang mga glass beads sa loob ng 1 minuto, isinasara ang sisidlan gamit ang isang rubber stopper (maaari mo ring ihalo sa isang stick). Kaagad pagkatapos ng pag-alog, ang 0.075 ml ng halo ay nakolekta na may isang nagtapos na pipette (naglalaman ito ng 0.005 ml ng mga feces), inilipat sa isang glass slide at ang bilang ng mga itlog sa paghahanda ay binibilang sa ilalim ng mikroskopyo. Upang matukoy ang bilang ng mga itlog sa 1 g ng mga dumi, ang bilang na natagpuan ay pinarami ng 200.

Ang paghahambing ng bilang ng mga itlog sa paghahanda, na matatagpuan sa pasyente bago at pagkatapos ng paggamot, ay nagbibigay-daan sa amin upang hatulan ang pagiging epektibo ng deworming.

Ang pamamaraan ni Stoll ay simple, nagbibigay ng maihahambing na mga resulta sa lahat ng helminthiases, ang mga pathogens na sistematikong naglalabas ng mga itlog sa mga bituka ng pasyente. Gayunpaman, ang kawalan ng pamamaraan ay ang medyo mababang sensitivity nito, lalo na sa mababang intensity ng pagsalakay.

Pamamaraan ng Krasilnikov-Volkova. Kapag sinusuri ang pamamaraang ito, hindi bababa sa 1 g ng mga dumi ang inihalo sa isang glass flask o isang malaking test tube na may 1% Lotus solution (o 1.5% Extra solution) sa ratio na 1:10. Ang suspensyon ay lubusan na inalog hanggang sa mabuo ang isang homogenous na suspensyon, pagkatapos ay 0.1 ml ng suspensyon (katumbas ng 0.01 g ng mga feces) ay mabilis na nakolekta gamit ang isang graduated pipette at inilipat sa isang glass slide. Ang paghahanda ay natatakpan ng isang takip na salamin o cellophane plate (20 x 30 mm), na may edad nang hindi bababa sa isang araw sa 50% may tubig na solusyon gliserin.

Bilangin ang bilang ng mga itlog sa buong paghahanda. Upang makalkula ang bilang ng mga itlog sa 1 g ng mga feces, ang resultang numero ay dapat na i-multiply sa 100.

Ang pamamaraang ito ay may ilang mga pakinabang sa paraan ng Stoll. Una, ito ay mas sensitibo at nagbibigay-daan sa pag-detect ng mga helminth na may mababang antas ng pagsalakay. Pangalawa, ito ay napaka-maginhawa para sa mga pagsusuri sa masa, dahil ang mga solusyon sa detergent, bilang mga preservative para sa mga itlog ng helminth, ay ginagawang posible na magsagawa ng mga pag-aaral ng hindi masyadong sariwang materyal. Gayunpaman, ang isang kinakailangan para dito ay ang pagkolekta ng mga dumi nang direkta sa solusyon ng sabong panlaba.

Para sa quantitative research, maaaring gamitin ang alinman sa mga inilarawan na pinag-isang pamamaraan ng husay batay sa prinsipyo ng lumulutang na mga itlog. Ngunit sa kasong ito, ang parehong dami ng mga dumi, ang parehong dami ng solusyon sa lutang ay dapat kunin para sa pagsusuri. Ang pagkalkula ng antas ng pagsalakay ay maaaring gawin, alam ang bilang ng mga itlog sa 1 g ng mga feces, ayon sa talahanayan sa ibaba.

Ang intensity ng invasion depende sa bilang ng helminth egg

sa 1 g ng feces

SEROLOGICAL DIAGNOSIS

Ang mga pamamaraang ito, batay sa pagtuklas ng mga partikular na antibodies sa serum ng dugo, ay ginagamit para sa mga layunin ng diagnostic at screening.

Kasama sa mga serological na pamamaraan ang:

Ring precipitation reaction (RCP) (trichinosis, cysticercosis);

Ring precipitation reaction sa test tubes sa malamig (trichinosis, cysticercosis);

Ang reaksyon ng microprecipitation sa live larvae (trichinosis, ascariasis);

Ang reaksyon ng hindi direktang hemagglutination (RIHA) (trichinosis, echinococcosis, alveococcosis, cysticercosis, atbp.);

Latex agglutination reaction (RAL) (echinococcosis, alveococcosis, trichinosis, teniarinhoz, atbp.);

Complement fixation reaction (RCC) (trichinosis, echinococcosis, cysticercosis);

Ang reaksyon ng enzyme-labeled antibodies (REMA) (echinococcosis, onchocerciasis, schistosomiasis, trichinosis, toxocariasis);

ELISA (trichinosis, opisthorchiasis, toxocariasis, toxoplasmosis, atbp.).

Upang mag-set up ng mga serological na reaksyon, ang mga karaniwang antigen ay ginawa o sila ay inihanda nang nakapag-iisa (halimbawa, mula sa echinococcal bladders ng tupa), ang mga espesyal na sistema ng pagsubok para sa ELISA ay ginawa.

Mga Espesyal na Pamamaraan pananaliksik sa enterobiosis, taeniarhynchosis, taeniasis

Pag-scrape mula sa perianal folds. Upang makakuha ng pag-scrape mula sa perianal folds, maaari kang gumamit ng isang kahoy na spatula, cellophane strip, cellulose paper o tape, eye sticks na may espesyal na malagkit na layer:

a) pag-scrape gamit ang isang kahoy na spatula (ang spatula ay isang flattened match o stick) na binasa ng isang 1% na solusyon ng gliserin (o isang 0.5% na solusyon pag-inom ng soda), ay ginagampanan ng magaan na pag-scrape mula sa ibabaw ng perianal folds sa paligid ng buong circumference ng anus. Ang resultang pag-scrape ay inililipat gamit ang gilid ng coverslip mula sa dulo ng spatula sa isang glass slide sa isang drop ng 50% glycerol solution, na natatakpan ng parehong coverslip at microscoped. Ang kawalan ng pamamaraan ay ang kakulangan ng pagtuklas ng mga itlog at nakakainis na epekto;

b) ayon sa pamamaraang Torgushin, ang isang flush ay ginawa cotton swab sa isang kahoy o iba pang spatula na binasa ng isang 50% na solusyon ng gliserin, at maghanda ng isang pahid sa isang glass slide sa isang patak ng gliserin;

c) ayon sa pamamaraan ng Kevorkova, humigit-kumulang 5 ml ang ibinubuhos sa isang centrifuge tube pinakuluang tubig, maglagay ng spatula (stick) na may cotton swab dito. Bago kunin ang materyal, ang pamunas ay bahagyang pinipiga sa panloob na dingding ng test tube, ang perianal folds ay pinupunasan nito, at ang spatula na may pamunas ay ipinasok sa test tube. Ang tampon sa test tube ay inalog nang lubusan, ang paghuhugas ay sentripuged sa loob ng 3 minuto, at ang nagresultang precipitate ay sinusuri sa ilalim ng mikroskopyo;

d) pag-scrape gamit ang adhesive tape ayon kay Graham. Ang isang piraso ng adhesive tape (isang transparent polyethylene tape na may malagkit na layer para sa pagkamalikhain ng mga bata, ngunit mas mahusay na gumamit ng isang operating film na LPO-1, LPO-2) na 8-10 cm ang haba ay nakadikit na may malagkit na layer sa perianal folds. ng balat, hawak ito sa mga dulo, at pagkatapos ay inilipat sa subject glass na may malagkit na layer pababa (ang mga dulo ng tape na umaabot sa kabila ng mga gilid ng salamin ay pinutol), ang mga baso ay binibilang, at ang data ng pasyente at ang bilang ng baso ay naitala sa journal. Sa laboratoryo, ang tape ay na-peel off sa isang dulo sa isang mahabang distansya, 1-2 patak ng vaseline oil o gliserin ay tumutulo sa ilalim nito (upang alisin ang mga optical defect) at microscoped;

e) pag-scrape gamit ang glass eye sticks, ang ibabaw nito ay pinahiran ng isang espesyal na komposisyon ng malagkit. Ang mga eye stick ay naka-install sa isang espesyal na tripod. Ang materyal ay kinuha sa pamamagitan ng pakikipag-ugnay sa patag na bahagi ng spatula sa balat ng perianal opening. Pagkatapos ang stick ay naayos muli sa isang tripod para sa transportasyon. Ang mikroskopya ay direktang isinasagawa sa spatula sa magkabilang panig (nang walang mga slide at coverslip) na may paunang pangkabit sa mga cassette sa mababang paglaki (eyepiece x 10, layunin x 8). Sa pagtatapos ng trabaho, ang mga stick ay nadidisimpekta sa pamamagitan ng pagpapakulo sa isang solusyon ng sabon, at ang tripod at cassette ay ginagamot ng alkohol at hinugasan ng isang solusyon sa sabon ng soda. Komposisyon ng pandikit: cleol - 10 g, Langis ng castor- 2.5 g, ethyl ether - 5 g, ethyl alcohol 96% - 2.5 g.

Ang mga spatula ay inilubog sa isang solusyon ng kola, pagkatapos ay tuyo sa hangin sa temperatura ng silid. Ang malagkit na pelikula na nabuo sa ibabaw ay nananatili sa loob ng ilang araw.

Ang pamamaraan ay maginhawa para sa pagsusuri ng masa ng populasyon ng bata para sa enterobiosis at ang populasyon ng may sapat na gulang para sa teniidosis.

Bilang karagdagan sa paraan ng pag-scrape para sa teniarhynchosis at teniasis, ginagamit din ang pamamaraan ng survey at ang macroscopic na paraan na inilarawan sa itaas (kapag may nakitang mga segment).

Mga espesyal na pamamaraan ng pananaliksik para sa strongyloidiasis

Ang ether-acetic na pamamaraan ay ginagamit upang makita ang mga itlog (tingnan sa itaas) at ang paraan ng Berman upang makita ang larvae sa dumi.

Paraan ng Berman. Suriin ang mga sariwang dumi, mas mabuti pagkatapos kumuha ng laxative. Ang isang 5 g sample ng mga dumi ay inilalagay sa isang metal sieve (ang mesh ay may linya sa loob ng dalawang layer ng gauze) sa isang glass funnel na nakalagay sa isang tripod. Ang isang goma na tubo na may clamp ay inilalagay sa ibabang dulo ng funnel (Berman's apparatus).

Ang mesh na may mga dumi ay itinataas at ang tubig na pinainit sa 40-50 ° C ay ibinuhos sa funnel upang ang ibabang bahagi ng mesh ay nahuhulog sa tubig at ang mga dumi ay ganap na natatakpan ng tubig. Pagkatapos ng 2-4 na oras, ang clamp sa goma tube ay mabilis na binuksan, at ang likido ay bumababa sa centrifuge tube. Pagkatapos ng centrifugation (1-2 min) itaas na bahagi ang likido ay mabilis na pinatuyo, at ang namuo sa halagang 1 ml ay inilapat sa isang manipis na layer sa isang glass slide at microscopically sa ilalim ng isang mababang magnification ng mikroskopyo.

Paraan ng IMP at TM. Ang isang bahagi ng mga feces na kasing laki ng isang nut ay inilalagay sa isang chemical beaker, na ibinuhos ng mainit na 40 ° C saline upang ang mga feces ay natatakpan ng isang solusyon, na naiwan sa loob ng 20 minuto. Pagkatapos ng 20 minuto, ang likido ay ibubuhos sa isang Petri dish at tiningnan sa ilalim ng MBS binocular microscope.

Para sa diagnosis ng strongyloidiasis, lalo na para sa pagsubaybay sa pagiging epektibo ng paggamot, inirerekumenda na pagsamahin ang paraan ng Berman sa pag-aaral ng mga nilalaman ng duodenal.

Mga espesyal na pamamaraan ng pananaliksik para sa nematodosis

Nematoses

Ascariasis

Sa anamnesis, ang pansin ay iginuhit sa saloobin sa paghahardin, paghahalaman. Ang pagkain ng hilaw na gulay, mga salad na gawa sa mga gulay na ito.

Ang mga klinikal na pagpapakita ng maagang yugto ng ascariasis ay dahil sa mga pagbabago sa allergy sa katawan. Ang maaga o migratory larval stage ng ascariasis ay kadalasang nangyayari sa pagkakaroon ng lagnat na may temperatura ng katawan na hanggang 38 ° pataas, na may sintomas na kumplikado ng pinsala sa baga, at ang pagkakaroon ng malubhang eosinophilia ng dugo. Sa karamihan ng mga kaso, sa mga bata, ang mga unang palatandaan ng sakit ay karamdaman, panghihina, paulit-ulit na pananakit ng ulo, pagpapawis, at minsan pananakit ng kalamnan at kasukasuan. Kadalasan mayroong napakaraming pantal na uri ng urticaria na may matinding o katamtamang pangangati. Ang diagnosis ng maagang yugto ay kinumpirma ng mga pag-aaral ng x-ray para sa pagkakaroon ng mga pabagu-bagong particle sa baga. eosinophilic infiltrates Leffler. Ang mga sariwang sputum smear ay kadalasang nagpapakita ng mga eosinophilic na selula, pulang selula ng dugo, mga kristal ng Charcot-Leiden, at larvae ng ascaris.

Sa bituka imaginal stage ng ascariasis, mayroong isang kumbinasyon ng mga manifestations mula sa gastrointestinal at asthenic syndromes, enterocolitic sintomas ng pananakit. Sa mga bata, madalas na may pagbaba sa timbang, kung minsan ay lubos na makabuluhan. Pagduduwal, pagtaas ng paglalaway, pagkamayamutin, pagpapanatili pag-unlad ng psychomotor, nabawasan ang katalinuhan.

Para sa pagsusuri sa laboratoryo ng bituka st

Ershova I.B., Osychnyuk L.M., Mochalova A.A., Institusyon ng Estado "Lugansk State Unibersidad ng medisina”, Kagawaran ng Pediatrics na may mga Impeksyon ng Bata.
Ang artikulo ay nai-publish sa journal na "Actual Infectology", No. 2 (3), 2014.
Mapagkukunan ng impormasyon "Publishing House Zaslavsky" www.mif-ua.com

Inilalarawan ng artikulo ang mga pamamaraan para sa pag-diagnose ng helminthic invasions: microscopic, enzyme immunoassay, serological, polymerase chain reaction, bioresonance diagnostics, hemoscanning, pati na rin instrumental (ultrasound at x-ray examination, computed tomography) at laboratoryo, na may hindi direktang kahalagahan ( klinikal na pagsusuri pagsusuri ng dugo, pagsusuri sa atay, pagsusuri sa dumi para sa dysbacteriosis). Ang mga pakinabang ng mga pamamaraan, ang kanilang mga disadvantages, at ang pagiging maaasahan ng data na nakuha ay inilarawan. Ang mga questionnaire ay iminungkahi para sa mga pasyente upang matukoy ang panganib ng impeksyon sa helminths. Ang mga pakinabang ng mga pamamaraan, ang kanilang mga disadvantages, at ang pagiging maaasahan ng data na nakuha ay inilarawan. Ang mga questionnaire ay iminungkahi para sa mga pasyente upang matukoy ang panganib ng impeksyon sa helminths.

Ang mga helminth ay may negatibong epekto sa katawan ng tao. Ang mga ito ay humantong sa allergization, ang pagbuo ng polyhypovitaminosis, macro- at microelementoses, may kapansanan sa hematopoiesis at vascular permeability, at hormonal imbalance. Ang mga helminthiases ay nag-aambag sa pagbuo ng mga malalang sakit (cholecystitis, cholelithiasis, pancreatitis, colitis, diabetes, bronchial hika, atopic dermatitis), psychoemotional disorder ( talamak na pagkapagod, pagkamayamutin, pagkabalisa, hyperactivity sa mga bata), anemia, atbp. Sa matagal na helminthic invasion, maaaring magkaroon ng pangalawang immunodeficiency.

Ang pagiging alerto ng mga doktor tungkol sa helminthiases sa populasyon ay kasalukuyang hindi sapat, at ang pag-iwas ay nababawasan sa paggamot sa mga natukoy na infested na pasyente.

Diagnosis ng helminthiases batay sa klinikal na epidemiological at data ng laboratoryo. Mga palatandaan tulad ng asthenic syndrome, paulit-ulit na urticaria, may kapansanan sa pagbabagong-buhay ng balat at mauhog na lamad, mahirap gamutin ang atopic dermatitis at broncho-obstructive syndrome, polylymphadenopathy at hepatosplenomegaly ng hindi kilalang pinanggalingan, adenoid vegetations ng II-III degree, "heograpikal" na dila, nabawasan o pumipili ng gana, hindi matatag na dumi, ay maaaring magpahiwatig ng pagkakaroon ng mga helminth.

Sa serological na pag-aaral matukoy ang pagkakaroon ng mga antibodies sa helminths (pagiging maaasahan - mga 60%): kung ang echinococcosis, cysticercosis, trichinosis, toxocariasis ay pinaghihinalaang, hindi direktang hemagglutination, latex agglutination, complement fixation, immunofluorescence reactions ay malawakang ginagamit.
Hindi sa lahat ng kaso, ang mga pamamaraan para sa pagtukoy ng mga partikular na antibodies ay may sapat na pagtitiyak at pagiging maaasahan. Ang antigenic na komposisyon ng helminth ay nakasalalay hindi lamang sa mga species, kundi pati na rin sa entablado; dumadaan sa isang kumplikadong siklo ng pag-unlad mula sa itlog hanggang nasa hustong gulang, binabago ng mga helminth ang antigenic na komposisyon. Bilang karagdagan, ang mga somatic antibodies ay ginagamit sa mga immunodiagnostic na reaksyon, at sa katawan ng host, ang mga antibodies ay pangunahing ginawa laban sa mga helminth excretions at secretions. Ang nonspecific sensitization ng katawan, ang pagkakapareho ng ilang antigens ng trematodes, protozoa at mga tao ay lumilikha ng mataas na proporsyon ng mga maling positibong reaksyon sa mga titer na mas mababa sa mga mapagkakatiwalaang diagnostic.

Paraan para sa pagtukoy ng mga helminth gamit polymerase chain reaction ay lubos na partikular at napakasensitibo, ngunit dahil sa mataas na gastos at pagiging kumplikado, hindi ito maaaring i-screen kapag, halimbawa, ang isang grupo ng mga bata mula sa isang institusyon ng mga bata ay kailangang suriin.

Ang immune system ay hindi palaging tumutugon (kilalain at sirain) sa pagkakaroon ng mga helminth sa katawan. Ito ay dahil ang ilang helminth ay may malakas at chemically resistant na kapsula o nababalutan ng substance na hindi nakikilala. immune system; naisalokal sa mga tisyu na pinakaprotektado mula sa mga nagpapasiklab na reaksyon, halimbawa, sa spinal cord; maraming mga species sa kanila ang nagtatago ng mga anti-enzymes sa digestive tract, na nagliligtas sa kanila mula sa kamatayan; magkaroon ng mahabang pag-asa sa buhay (para sa mga taon, at kung minsan hanggang sa kamatayan ng tao mismo); feed sa glycolysis ng purong carbohydrates; magkaroon ng mga kagamitan tulad ng mga suction cup, kawit, atbp., na nag-aambag sa pag-aayos sa loob ng katawan; sa maraming mga species mayroong sekswal na pagpaparami, kung saan ang pagpapalitan ng genetic na impormasyon ay nangyayari, na humahantong sa isang pagtaas sa isang heterogenous na populasyon, isang pagbawas sa kahinaan; angkinin mataas na lebel pagkamayabong.

Sa ultrasonic , X-ray na pagsusuri ng mga organo lukab ng tiyan , computed tomography posible na makilala ang mga hindi direktang palatandaan ng helminthiases: hepatosplenomegaly, hindi pantay na parenchyma ng atay at pali dahil sa maliliit na hyperechoic signal, pinalaki ang mga lymph node sa hilum ng pali at ang mga helminth mismo (echinococci, tangles ng bituka helminths, atbp.).

Hemoscanning - isang husay na pag-aaral ng dugo gamit ang isang malakas na dark-field microscope, makikita mo ang estado ng mga selula ng dugo (hugis, laki, aktibidad, kulay, atbp.), Ang pagkakaroon ng mga di-tiyak na elemento at sangkap - lahat ng ito nang direkta o hindi direkta ay nagpapahiwatig ng pagkakaroon ng helminths sa katawan. Ang imahe ay ipinapakita sa screen ng monitor gamit ang built-in na video camera sa mikroskopyo. Ang pamamaraang diagnostic na ito ay may mataas na pagiging maaasahan.

Hindi direktang laboratoryo palatandaan helminthiases maaaring may anemia, basophilia, eosinophilia, isang pagtaas sa antas ng aspartate aminotransferase. Kaya, sa toxocariasis, ang isang leukemoid na reaksyon ng mga eosinophils (higit sa 20%) ay napansin laban sa background ng patuloy na allergic syndrome(atopic dermatitis na may matinding pangangati at panlaban sa tradisyonal na therapy, malubhang bronchial hika). Ang pagsugpo sa normal na E. coli sa pagsusuri ng mga feces para sa dysbacteriosis ay maaari ding magpahiwatig ng posibleng helminthiasis.

Dahil sa pagkalat ng helminthiases, iminumungkahi namin talatanungan upang matukoy ang panganib ng impeksyon sa helminths.

• Lumangoy sa sariwang tubig.
• Huwag maghugas ng kamay bago kumain gamit ang sabon at mainit na tubig.
• Pag-inom ng tubig mula sa hindi na-verify na mapagkukunan.
• Kumain ng lutong bahay na mantika na may mga bahid ng karne.
• Kumain ng inasnan na isda.
• Kumain ng kulang sa luto na karne (may dugo).
• Kumain ng non-factory lightly salted caviar.
• Huwag hugasan ang mga itlog ng manok na may sabon.
• Huwag hugasan ang mga saging, dalandan, tangerines bago gamitin.
• Lagyan ng pataba ang iyong hardin.
• Kumain ng mga gulay mula sa hardin.
• Kumain ng mga prutas at berry nang direkta mula sa hardin.
• Uminom ng mga nahulog na prutas.
• Huwag ibuhos ang lahat ng mga gulay na may tubig na kumukulo para sa mga salad.
• Mag-imbak ng mga karot sa buhangin na kinuha mula sa bakuran.
• Maglakad ng walang sapin sa damuhan.
• Ang mga miyembro ng pamilya ay nagkaroon ng helminthic infestations.
• May aso o pusa ang pamilya.

Para sa bawat sagot Oo"- 2 puntos," minsan"-isa," Hindi» - 0. Sa iskor na 0-5, ang posibilidad ng impeksyon ay bale-wala, 6-12 - posibleng impeksyon, 13-25 - mataas na posibilidad, higit sa 25 puntos - napakataas. Sa huling dalawang resulta, kailangan ang regular na pagsusuri at, posibleng, preventive treatment.

Dahil ang mga klinikal na pagpapakita ng helminthiases ay hindi palaging tiyak, at sa mga unang yugto ay hindi tiyak, nag-aalok kami ng isang palatanungan para sa mga pasyente na pagsusuri sa sarili helminthiases.

• May pangangati sa anus sa umaga.
• Pagduduwal sa umaga kapag nagsisipilyo.
• Pagbabalat ng mga daliri o daliri ng paa, na may paglalagas ng mga layer ng balat.
• Allergic na pantal sa balat, makati ng balat.
• Pagbabalat at pamamaga sa mga talukap ng mata.
• Tumaas na pagkapagod, pagkahilo, pag-aantok.
• Tumaas na pakiramdam ng gutom.
• Pakiramdam ng kakulangan sa ginhawa sa tiyan.
• Pagbaba ng timbang.
• Pagkakaroon ng maraming malalang sakit sa organ gastrointestinal tract, joints, bronchopulmonary system.
• Hindi magandang kalusugan, kawalan ng opisyal na diagnosis, matagal na hindi epektibong paggamot.
• Pana-panahong pagtaas ng temperatura, na sinamahan ng pananakit ng kalamnan at kasukasuan.

Sagot" Oo"sa kahit na para sa 2-3 tanong na pinag-uusapan mataas na posibilidad impeksyon sa helminth.

KONKLUSYON

1. Naka-on kasalukuyang yugto walang mga pamamaraan sa laboratoryo para sa pagsusuri para sa helminthiases na 100% maaasahan.

2. Polymerase chain reaction at bioresonance diagnostics.

BIBLIOGRAPIYA

Pagsusuri ng dumi

Ang mikroskopya ay unang isinasagawa sa mababang magnification (X80). Ang pinakasimpleng ay maaaring mapalitan ng isang mas malakas na repraksyon ng liwanag, at ilang mga species sa pamamagitan ng kanilang paggalaw o pagbabago sa hugis. Ang isang bagay na nakikita sa isang mababang magnification ay sinusuri sa isang magnification ng 400 o 600. Sa kawalan ng karanasan, smears ay dapat na tingnan kaagad sa isang mataas na magnification, na, gayunpaman, makabuluhang pinatataas ang oras para sa pag-aaral ng paghahanda. Ang pagtingin sa mga smear sa mataas na magnification ay dapat gawin sa mas malakas na liwanag, pagsasaayos nito gamit ang isang condenser.

mga palatandaan ng pagkakaiba ibang mga klase Ang mga amoebas sa isang katutubong smear ay ang hugis at sukat ng katawan, ang visibility ng nucleus, ang likas na katangian ng pagbuo ng pseudopodia, paggalaw, ang paghahati ng cytoplasm sa ecto- at endoplasm, ang likas na katangian ng mga inklusyon (phagocytosed erythrocytes, atbp.). Kapag nag-iiba ng mga species ng flagellate - ang laki at hugis ng katawan, ang bilang ng flagella, ang likas na katangian ng paggalaw, ang pagkakaroon o kawalan ng isang alun-alon na lamad. Ang mga partikular na katangian ng balantidia ay laki, hugis ng katawan, paggalaw, cilia, cytostome, atbp.

Ang pangunahing natatanging tampok ng mga vegetative form ng protozoa sa buhay na estado ay paggalaw. Natagpuan sa mga pahid iba't ibang uri mga nakapirming pormasyon - hibla ng halaman, fibers ng kalamnan, spores, fungi, atbp. Hindi sila dapat isaalang-alang sa protozoological diagnosis.

Ang paraan ng native smear ay simple at naa-access sa anumang laboratoryo. Pinapayagan nito, kapag nakakahanap ng mga tissue form ng dysenteric amoebae na may phagocytosed erythrocytes, na gumawa ng isang ganap na tumpak na diagnosis ng amoebic dysentery, at kapag ang balantidia at giardia ay nakita, ang isang diagnosis ng balantidiasis at giardiasis ay ginawa.

Ang paglamlam ay pinahiran ng solusyon ni Lugol . Ang mantsa na ito ay ginagamit upang masuri ang protozoa ng mga cyst. Ginagamit ito sa pag-aaral ng pormal, semi-formed at mushy feces.

Upang maghanda ng isang smear, ang dulo ng isang kahoy na stick ay marumi sa mga dumi at hugasan sa isang drop ng iodine solution (J - 1.0 g, KJ - 2 g, distilled water - 100 ml) na inilapat sa isang glass slide hanggang sa isang pare-parehong emulsyon ay nakuha. Ang paghahanda ay natatakpan ng isang coverslip at pagkatapos ng 3-5 minuto. mikroskopiko. Ang smear ay dapat na sapat na transparent upang mapag-aralan sa ipinadalang liwanag.

Kabilang sa mga labi hindi natutunaw na pagkain, spores, fungi, iodophilic bacteria protozoan cysts, pininturahan sa kayumanggi o maberde-dilaw na kulay, ay nakikilala sa pamamagitan ng isang mahigpit na tinukoy, katangian para sa bawat uri ng hugis, laki, natatanging mga balangkas ng mga gilid, ang pagkakaroon ng isang makinis, transparent, double- circuit lamad, ang mga nilalaman ng cytoplasm, pati na rin ang pagkakaroon ng nuclei na may hindi malinaw na istraktura. Sa mga amoeba cyst, makikita ang mga glycogen vacuole na may batik na kayumanggi (maitim na kayumanggi). Ang antas ng kulay ng mga vacuole na ito at ang mga balangkas ng kanilang mga hangganan ay nag-iiba sa mga protozoan cyst ng parehong species, depende sa kanilang kapanahunan.

7.7. Mga pamamaraan para sa pagtukoy ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog at larvae ng helminths

Ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng helminth ay natutukoy sa pamamagitan ng kanilang hitsura, sa pamamagitan ng paglamlam ng mahahalagang tina, sa pamamagitan ng paglilinang sa ilalim ng pinakamainam na mga kondisyon at sa pamamagitan ng pag-set up ng isang biological sample.

7.7.1. Pagpapasiya ng posibilidad na mabuhay ng mga itlog o larvae ng helminth sa pamamagitan ng hitsura

Ang mga itlog ng helminth ay sinusuri muna sa mababang paglaki, pagkatapos ay sa mataas na paglaki. Sa deformed at patay na mga itlog ng helminths, ang shell ay napunit o nakatungo sa loob, ang plasma ay maulap, lumuwag. Sa mga naka-segment na itlog, ang mga cleavage ball (blastomeres) ay hindi pantay sa laki, hindi regular ang hugis, at kadalasang inililipat sa isang poste. Minsan may mga abnormal na itlog, na, na may mga panlabas na deformidad, ay normal na umuunlad. Sa nabubuhay na larvae ng mga roundworm, ang pinong butil ay naroroon lamang sa gitnang bahagi ng katawan, habang sila ay namamatay, ito ay kumakalat sa buong katawan, lumilitaw ang malalaking makintab na hyaline vacuoles, ang tinatawag na "mga string ng mga perlas".

Upang matukoy ang posibilidad ng mature na mga itlog ng ascarids, whipworms, pinworms, aktibong paggalaw ng larvae ay dapat na sanhi ng bahagyang pag-init ng paghahanda (sa temperatura na hindi hihigit sa 37 ° C). Ito ay mas maginhawa upang obserbahan ang posibilidad na mabuhay ng ascaris at whipworm larvae pagkatapos na sila ay ihiwalay mula sa egg shell sa pamamagitan ng pagpindot sa cover glass ng paghahanda gamit ang isang dissecting needle o tweezers.

Sa invasive larvae ng ascarids, ang isang takip ay madalas na nakikita na na-exfoliated sa dulo ng ulo, at sa larvae ng whipworms na nakumpleto ang pag-unlad sa itlog, ang isang stylet ay matatagpuan sa lugar na ito sa mataas na paglaki. Ang mga patay na larvae ng helminths, anuman ang kanilang lokasyon (sa itlog o sa labas nito), pansinin ang pagkabulok ng katawan. Sa kasong ito, ang panloob na istraktura ng larva ay nagiging bukol o butil-butil, at ang katawan ay nagiging maulap at malabo. Ang mga vacuole ay matatagpuan sa katawan, at ang mga break ay matatagpuan sa cuticle.

Ang posibilidad na mabuhay ng mga teniid oncospheres (bovine, porcine tapeworm, atbp.) ay tinutukoy ng paggalaw ng mga embryo kapag nalantad sila sa mga digestive enzymes. Ang mga itlog ay inilalagay sa isang baso ng relo na may aso gastric juice o artipisyal na duodenal juice. Ang komposisyon ng huli: pancreatin - 0.5 g, sodium bikarbonate - 0.09 g, distilled water - 5 ml. Ang mga baso ng relo na may mga itlog ay inilalagay sa isang thermostat sa 36 - 38 ° C sa loob ng 4 na oras. Sa kasong ito, ang mga buhay na embryo ay inilabas mula sa mga lamad. Ang mga shell ng mga nabubuhay na oncosphere ay natutunaw din sa acidified pepsin at sa isang alkaline na solusyon ng trypsin pagkatapos ng 6-8 na oras sa isang thermostat sa 38 °C.

Kung ang mga itlog ng teniid ay inilagay sa isang 1% na solusyon ng sodium sulfide o isang 20% ​​na solusyon ng sodium hypochlorite, o sa isang 1% na solusyon ng chlorine na tubig sa 36 - 38 ° C, ang mga mature at live na embryo ay inilabas mula sa mga shell at hindi baguhin sa loob ng 1 araw. Ang mga wala pa sa gulang at patay na oncosphere ay nalalanta o namamaga at lumaki nang husto at pagkatapos ay "natutunaw" sa loob ng 10 minuto hanggang 2 oras. Ang mga live na embryo ng teniid ay aktibong gumagalaw sa pinaghalong 1% sodium chloride solution, 0.5% sodium bicarbonate solution at apdo sa 36 - 38 ° C.

Ang posibilidad na mabuhay ng fasciolia adolescariae na nakolekta mula sa mga halaman at iba pang mga bagay ng mga katawan ng tubig ay sinusuri sa pamamagitan ng pagsusuri sa kanila sa isang glass slide sa asin sa ilalim ng mikroskopyo na may yugto ng pag-init. Kapag pinainit, ang trematode larvae sa cyst ay nagsisimulang gumalaw.

Upang matukoy ang posibilidad ng mga itlog ng pygmy tapeworm, ang pamamaraan ng Ionina N.S. ay ang pinakasimpleng: sa mga live na itlog, ang median na pares ng mga embryonic hook ay kahanay sa mga lateral, o ang huli ay bumubuo ng isang anggulo sa base ng mas kaunti. higit sa 45 ° kasama ang median. Sa mga patay na itlog, ang mga lateral na pares ay bumubuo ng isang anggulo sa base na may median na pares na higit sa 45 °, o ang mga kawit ay random na nakakalat (ang kanilang ipinares na pag-aayos ay nawala); kung minsan ay may wrinkling ng embryo, ang pagbuo ng granularity. Ang isang mas tumpak na pamamaraan ay batay sa hitsura ng mga paggalaw ng oncosphere sa panahon ng isang matalim na pagbabago sa temperatura: mula 5 - 10 ° hanggang 38 - 40 ° C.

Ang pagtukoy sa posibilidad na mabuhay ng mga immature nematode egg ay dapat pag-aralan sa isang mamasa-masa na silid (Petri dishes), paglalagay ng ascaris egg sa isang 3% formalin solution na inihanda sa isang isotonic sodium chloride solution sa temperatura na 24 - 30 ° C, whipworm egg sa isang 3 % hydrochloric acid solution sa temperatura na 30 - 35 ° C; mga itlog ng pinworm sa isotonic sodium chloride solution sa 37 °C. Ang mga petri dish ay dapat buksan 1 hanggang 2 beses sa isang linggo para sa mas mahusay na aeration at basain muli ang filter na papel ng malinis na tubig.

Ang mga obserbasyon ng pagbuo ng mga helminth egg ay isinasagawa ng hindi bababa sa 2 beses sa isang linggo. Ang kawalan ng mga palatandaan ng pag-unlad sa loob ng 2-3 buwan ay nagpapahiwatig ng kanilang hindi kakayahang mabuhay. Ang mga palatandaan ng pag-unlad ng mga helminth egg ay una sa mga yugto ng pagdurog, ang paghahati ng mga nilalaman ng itlog sa magkakahiwalay na blastomeres. Sa mga unang araw, hanggang sa 16 na blastomeres ang bubuo, na pumasa sa ikalawang yugto - morula, atbp.

Ang mga itlog ng hookworm ay nilinang sa isang glass cylinder (50 cm ang taas at 7 cm ang lapad) na sarado na may takip. Ang isang halo ng pantay na dami ng sterile na buhangin, uling at dumi na may mga itlog ng hookworm, na natunaw ng tubig sa isang semi-likido na pagkakapare-pareho, ay maingat na ibinuhos sa ilalim ng silindro gamit ang isang glass tube. Sa loob ng 1 - 2 araw ng pag-aayos sa dilim sa temperatura na 25 - 30 ° C, ang rhabditoid larvae ay napisa mula sa mga itlog, at pagkatapos ng 5 - 7 araw sila ay naging filariform: ang larvae ay gumagapang sa mga dingding ng silindro, kung saan sila ay nakikita kahit sa mata.

Ang mga itlog ng Trematode na natural na nabubuo sa tubig, tulad ng opisthorchis, diphyllobothriids, fasciols, at iba pa, ay inilalagay sa isang baso ng relo, isang Petri dish, o sa ibang sisidlan, at isang maliit na layer ng ordinaryong tubig ay ibinuhos. Kapag nililinang ang mga itlog ng fasciola, dapat itong isaalang-alang na mas mabilis silang umunlad sa dilim, habang ang miracidium ay nabuo sa mga live na itlog sa temperatura na 22-24 ° C pagkatapos ng 9-12 araw. Kapag ang microscopy ng pagbuo ng mga itlog ng trematode, ang mga paggalaw ng miracidium ay malinaw na nakikita. Ang Fasciola miracidium ay lumalabas mula sa mga balat ng itlog sa liwanag lamang.

Fulleborn na pamamaraan. Ang hookworm at strongylid larvae ay nilinang sa agar sa isang Petri dish na may uling ng hayop. Pagkatapos panatilihin sa isang termostat sa isang temperatura ng 25 - 30 ° C para sa 5 - 6 na oras, ang larvae ay kumalat sa ibabaw ng agar, na nag-iiwan sa likod ng isang landas ng bakterya.

Paraan ni Harada at Mori. 7 ml ng distilled water ay idinagdag sa mga test tube na inilagay sa isang rack. Kumuha ng 0.5 g ng feces na may kahoy na stick at gumawa ng isang pahid sa filter na papel (15 x 150 mm) 5 cm mula sa kaliwang gilid (ang operasyon na ito ay isinasagawa sa isang sheet ng papel upang maprotektahan ang ibabaw ng talahanayan ng laboratoryo). Pagkatapos ang strip na may smear ay ipinasok sa tubo upang ang kaliwang dulo na libre mula sa pahid ay umabot sa ilalim ng tubo. Takpan ang itaas na dulo ng isang piraso ng cellophane at balutin ito nang mahigpit gamit ang isang nababanat na banda. Sa test tube isulat ang numero, ang pangalan ng paksa. Sa ganitong estado, ang mga test tube ay nakaimbak sa loob ng 8-10 araw sa temperatura na 28 °C. Upang pag-aralan ang larvae, alisin at alisin ang takip ng cellophane at alisin ang isang strip ng filter na papel na may mga sipit. Ang pangangalaga ay dapat gawin sa kasong ito, dahil ang isang maliit na bilang ng mga infective larvae ay maaaring lumipat sa itaas na dulo ng filter na papel o sa dingding ng test tube at tumagos sa ilalim ng ibabaw ng cellophane.

Ang mga tubo ay inilalagay sa isang mainit na paliguan ng tubig sa 50 ° C sa loob ng 15 minuto, pagkatapos nito ang mga nilalaman ay inalog at mabilis na ibinuhos sa isang 15 ml na larval sedimentation tube. Pagkatapos ng centrifugation, ang supernatant ay tinanggal, at ang namuo ay inilipat sa isang glass slide, na natatakpan ng isang coverslip at naka-microscope sa ilalim ng mababang pag-magnify.

Para sa differential diagnosis ng filariform larvae, kinakailangang gamitin ang data sa Talahanayan 3.

Talahanayan 3

DIFFERENTIAL DIAGNOSTICS NG FILARIATED LARVOYS NG A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, trICHOStrONGYLUS SP.

Larvae	Mga sukat	Mga tampok na katangian
A. duodenale	Haba ng katawan tungkol sa 660 microns, cap - 720 nm	Ang striation ng cap ay hindi gaanong binibigkas, ang pag-usli ng bibig ay hindi gaanong kapansin-pansin, ang nauunang dulo ng katawan (ngunit hindi ang takip) ay mapurol, ang diameter ng bituka na tubo ay mas maliit kaysa sa esophageal bulb, ang dulo ng caudal ay mapurol.
N. americanus	Haba ng katawan mga 590 μm, cap - 660 nm	Ang kaluban ay kapansin-pansing may guhit, lalo na sa caudal na bahagi ng katawan, ang bibig ay lumilitaw na madilim, ang nauuna na dulo ng katawan (ngunit hindi ang kaluban) ay bilugan tulad ng isang makitid na dulo. itlog ng manok, ang nauunang bahagi ng tubo ng bituka ng tulad ng isang diameter bilang ang bombilya ng esophagus, ang dulo ng buntot ay matalim na itinuro
S. stercoralis	Ang haba ng katawan ay humigit-kumulang 500 µm	Ang larva na walang kaluban, ang esophagus ay halos kalahati ng haba ng katawan, ang buntot ay mapurol o may sanga.
Trichostrongylus sp.	Ang haba ng katawan ay humigit-kumulang 750 microns	Ang lumen ng bituka ay hindi tuwid, ngunit zigzag, ang dulo ng caudal ay bilugan at may hugis ng isang pindutan

7.7.2. Mga pamamaraan para sa paglamlam ng mga itlog at larvae ng helminths

Ang mga patay na tisyu sa karamihan ng mga kaso ay nakikita ang mga kulay nang mas mabilis kaysa sa mga buhay. Ang mga tampok na ito ay ginagamit sa helminthology upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog at larvae ng helminths. Gayunpaman, sa ilang mga kaso, ang ilang mga pintura ay mas mahusay na nakikita ng mga buhay na tisyu kaysa sa mga patay.

Para sa pagkakaiba-iba ng pagpapasiya ng buhay at patay na mga itlog at larvae, ang mga sumusunod na pintura at pamamaraan ay ginagamit.

Ang methylene blue leucobase ay kadalasang ginagamit upang mantsa ng buhay at patay na mga tisyu. Ang isang buhay na cell o tissue ay binabawasan ang methylene blue sa isang walang kulay na leucobase; ang patay na tissue ay walang ganitong kakayahan, at samakatuwid ay nakakakuha ng isang kulay.

Ang criterion para sa estado ng itlog ay ang paglamlam ng embryo, ngunit hindi ang shell. Ang kakayahang ito ay nauugnay sa mga kondisyon ng pagkamatay ng itlog. Sa mga kasong iyon kung saan ang fibrous shell sa patay na itlog ay hindi nawawala ang mga semi-permeable na katangian nito, hindi ito papasa sa mga tina, samakatuwid, ang patay na embryo ay hindi mabahiran. Ang isang may kulay na embryo ay palaging nagpapahiwatig ng pagkamatay ng itlog.

Para sa pangkulay ng mga itlog ng Ascaris, maaari mong gamitin ang methylene blue sa isang solusyon ng lactic acid na may caustic alkali (methylene blue 0.05 g, caustic soda 0.5 g, lactic acid - 15 ml). Ang mga buhay na itlog ay hindi nakikita ang kulay; ang mga embryo ng mga patay na itlog ay nagiging asul. Ang mga larvae ng Ascaris ay nabahiran ng isang pangunahing solusyon ng brilliant-cresyl blue na pintura sa konsentrasyon na 1:10,000 tulad ng sumusunod: isang patak ng likido na may mga itlog ng ascaris at isang patak ng pangunahing solusyon sa pintura ay inilalapat sa isang glass slide. Ang paghahanda ay natatakpan ng isang coverslip, na mahigpit na pinindot laban sa glass slide na may magaan na pag-tap gamit ang isang dissecting needle. Sa ilalim ng mikroskopyo, ang bilang ng mga hatched larvae at ang antas ng kanilang paglamlam ay sinusunod; pagkatapos nito ay muling susuriin ang parehong gamot pagkatapos ng 2 hanggang 3 oras. Tanging ang undeformed larvae na hindi nabahiran ng 2 oras ang itinuturing na buhay. Ang mga patay na larvae ay maaaring hindi lumalabas mula sa mga itlog, o mantsa kapag nasira ang shell (bahagyang o ganap).

Kapag tinutukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng mga ibon ng ascaridia, posible na mantsang paghahanda na may 5% solusyon sa alkohol yodo. Kapag ito ay inilapat sa gamot, ang mga embryo ng mga patay na ascarid na itlog sa loob ng 1 - 3 segundo. ay kinulayan ng orange.

Ang mga patay na itlog ng opisthorchis at oncospheres ng bovine tapeworm ay nabahiran ng isang solusyon ng toluidine blue (1:1000), at ang mga patay na oncosphere ng bovine tapeworm ay nabahiran ng solusyon ng brilliant-cresyl blue (1:10000). Kasabay nito, ang mga embryo at shell ng parehong patay at buhay na mga itlog ay nakakakuha ng kulay. Samakatuwid, pagkatapos ng paglamlam, ang mga itlog at oncospheres ay hinuhugasan sa purong tubig at dagdag na namantsahan ng safranin (sa isang dilution na 1:10,000 alkohol, 10°C). Ang alkohol ay nag-aalis ng pangulay mula sa mga shell, at ang safranin ay namumulang pula. Bilang resulta, ang mga buhay na itlog ay nagiging pula; mga itlog na may mga patay na embryo - sa asul, at ang shell ay nananatiling pula. Ang mga patay na embryo ng oncospheres ng bovine tapeworm ay mabilis, sa loob ng ilang minuto, ay nabahiran ng maliwanag na pula o pink na may safranin o asul na may brilliant-cresyl blue sa dilution na 1:4000, o may indigo carmine sa dilution na 1:1000 - 1 :2000. Ang mga buhay na embryo ay hindi nagbabago sa ilalim ng impluwensya ng mga kulay na ito kahit na pagkatapos ng 2 - 7 oras.

Upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga pygmy tapeworm na itlog, inirerekumenda na gamitin ang mga sumusunod na pintura:

1. Brilliant creasyl blue (1:8000) - pagkatapos ng 1 oras, ang oncosphere ng mga patay na itlog ay lalong maliwanag na nabahiran, na tumatayo nang husto laban sa maputla o walang kulay na background ng natitirang bahagi ng itlog.

2. Safranin (1:8000 para sa 2 oras at 1:5000 para sa 3 hanggang 5 oras).

3. 50% na solusyon ng pyrogallic acid sa isang 1: 2 dilution - kapag nakalantad sa loob ng 1 oras sa temperatura na 29 - 30 ° C (mas mababa ang temperatura, mas mahaba ang proseso ng paglamlam).

7.7.3. Luminescent na paraan para sa pag-aaral ng mga itlog at larvae ng helminths

Ginagawang posible ng fluorescent microscopy na pag-iba-iba ang mga buhay at patay na bagay nang hindi nasisira ang itlog. Hindi ginagamit para sa fluorescence ultra-violet ray, at ang asul-lila na bahagi ng nakikitang liwanag, na may ordinaryong mikroskopyo at salamin na mga slide; isang espesyal na hanay ng mga filter ng kulay ay idinagdag sa OI-18 illuminator.

Ang buhay at patay na mga itlog ng roundworms, pinworms, pygmy tapeworms, bovine tapeworms, tapeworms at iba pang helminths ay luminesce. Ang hindi pangkaraniwang bagay na ito ay sinusunod kapwa sa panahon ng pangunahing luminescence nang walang paggamit ng mga tina, at kapag nabahiran ng mga fluorochromes (acridine orange, corifosphine, primulin, auroline, berlerin sulfate, tripaflavin, rivanol, quinacrine, atbp.).

Ang walang mantsa, buhay na hindi naka-segment na mga roundworm na itlog ay kumikinang na maliwanag na berde na may madilaw-dilaw na tint; sa mga patay na itlog, ang shell ay naglalabas ng berdeng liwanag na mas maliwanag kaysa sa madilim na berdeng bahagi ng embryonic; sa mga roundworm na itlog na may larva, ang shell lamang ang lilitaw, habang sa patay, ang shell at ang larva ay maliwanag na dilaw.

Ang hindi-pigmented at hindi-segmented na mga live na itlog ng mga pinworm at dwarf tapeworm ay naglalabas ng maberde-dilaw na liwanag; sa mga patay na itlog, ang shell ay matinding luminesces laban sa background ng isang madilim na berdeng embryonic na masa.

Sa pangalawang luminescence (kapag nagba-stain ng acridine orange sa isang dilution na 1:10000 at 1:50000 mula 30 minuto hanggang 2 oras), ang shell ng mga buhay at patay na nematode, trematodes at cestodes ay luminesces nang iba.

Ang shell ng buhay at patay na mga itlog ng ascarids, toxocar, pinworms, pygmy tapeworms, rat tapeworms, bull tapeworms, tapeworms ay nagiging orange-red. Ang mga embryo ng mga live na itlog ng ascaris, toxascaris, rat tapeworm, wide tapeworm at oncosphere ng bovine tapeworm luminesce sa isang mapurol na dark green o gray-green na kulay. Ang mga patay na embryo ng mga itlog ng mga helminth na ito ay naglalabas ng "nasusunog" na kulay kahel na pula. Ang mga live na pinworm larvae at toxocars (egg shells) ay naglalabas ng mapurol na kulay-abo-berdeng liwanag, kapag sila ay namatay, ang kulay ay nagbabago mula sa dulo ng ulo sa isang "nasusunog" na mapusyaw na berde, pagkatapos ay dilaw, orange, at sa wakas ay naging maliwanag na orange.

Kapag nabahiran ng fluorochromes - coryphosphyllum, primulin, patay na mga itlog ng ascarids at whipworm ay nagpapakita ng isang glow mula sa lilac-dilaw hanggang tanso-pula. Ang mga mabubuhay na itlog ay hindi luminesce, ngunit nagiging madilim na berde.

Ang mga buhay na itlog ng trematodes (Paragonimus at Clonorchis) ay hindi luminesce pagkatapos mamantsa ng acridine orange, at ang isang madilaw-dilaw na kulay ay nagmumula sa mga patay na itlog.

Ang paraan ng luminescence ay maaari ding gamitin upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng helminth larvae. Kaya, fluorochromized na may solusyon ng acridine orange (1:2000) larvae ng strongylate, rhabdita glow: live - berde (na may tint), patay - maliwanag na orange na ilaw.

Ang nabubuhay na miracidia na lumabas mula sa shell ay naglalabas ng madilim na mala-bughaw na liwanag na may bahagya na kapansin-pansing dilaw na corolla ng cilia, ngunit 10-15 minuto pagkatapos ng kamatayan ay lumilitaw ang mga ito bilang isang maliwanag na "nasusunog" na mapusyaw na berde, at pagkatapos ay orange-pulang ilaw.

7.7.4. pamamaraan ng biological assay

Halimbawa, upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng ascaris (mga baboy ng ascaris, mga tao, toxocara, toxascaris, atbp.) bawat hayop (mga guinea pig, mice), hindi bababa sa 100 - 300 itlog na may nabuong larva ang kailangan. Ang mga ascaris na itlog sa isotonic sodium chloride solution ay pinipipet sa bibig ng mouse o guinea pig. Pagkatapos ng 6-7 araw, ang hayop ay kakatayin, binubuksan at ang atay at baga nito ay susuriin nang hiwalay para sa pagkakaroon ng ascaris larvae. Upang gawin ito, ang atay at baga ay pinutol sa maliliit na piraso gamit ang gunting at sinusuri ayon sa paraan ng Berman o Supryaga (seksyon 6.1.2).

Kung ang mga hayop ay nahawahan ng mga live invasive na itlog, pagkatapos ay sa autopsy sa atay at baga, matatagpuan ang migratory ascaris larvae.

Sa kaso ng impeksyon, ang mga itlog ng fasciola sa mga dumi ng mga hayop sa laboratoryo ay maaaring makita sa mga kuneho pagkatapos ng 2 buwan, sa mga guinea pig - pagkatapos ng 50 araw, sa mga daga - pagkatapos ng 35-40 araw.

Para sa mas mabilis na pagtugon, binubuksan ang mga hayop sa laboratoryo pagkatapos ng 20-30 araw at sinusuri ang atay para sa pagkakaroon ng mga batang fasciol.

Upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga pygmy tapeworm na itlog, inirerekumenda din na pakainin ang mga ito sa dati nang hindi nahawaang mga puting daga, na sinusundan ng autopsy ng mga hayop pagkatapos ng 92-96 na oras at ang pagtuklas ng mga cysticercoid sa bituka villi o cestodes sa lumen ng bituka.

Upang matukoy ang posibilidad na mabuhay ng mga itlog ng opisthorchis, inirerekomenda ang isang paraan (German S.M., Beer S.A., 1984), batay sa physicochemical activation ng miracidium hatching gland at pagpapasigla ng aktibidad ng motor ng larva, na humahantong sa pagbubukas ng itlog talukap ng mata at ang aktibong paglabas ng miracidium sa mga eksperimentong kondisyon.

Ang isang suspensyon ng mga itlog ng opisthorchis sa tubig ay pre-cooled sa 10 - 12 ° C (lahat ng mga kasunod na operasyon ay isinasagawa sa temperatura ng kuwarto 19 - 20 ° C). Ang 1 patak ng isang suspensyon na naglalaman ng 100-150 itlog ay idinagdag sa isang centrifuge tube. Ang test tube ay inilalagay sa isang tripod sa loob ng 5-10 minuto. Sa panahong ito, ang lahat ng mga itlog ay may oras na lumubog sa ilalim. Pagkatapos, gamit ang isang strip ng filter na papel, ang labis na tubig ay maingat na sinipsip at 2 patak ng isang espesyal na daluyan ay idinagdag sa test tube. Ang daluyan ay inihanda sa 0.005 M Tris-HCl buffer; 12 - 13% ethanol solution at dye (magenta, safranin, eosin, methylene blue, atbp.) ay idinagdag sa buffer. Ang test tube ay inalog, ang mga nilalaman nito ay inilipat gamit ang isang pipette sa isang glass slide at umalis sa loob ng 10 minuto, bahagyang nanginginig. Pagkatapos ay magdagdag ng 2 patak ng ipinahiwatig na daluyan. Ang paghahanda ay handa na para sa mikroskopya sa ilalim ng isang maginoo na light microscope sa 20x magnification.

Sa panahong ito, ang takip ng mabubuhay na larvae ay bubukas, at ang miracidium ay aktibong pumapasok sa ipinahiwatig na daluyan. Dahil sa pagkakaroon ng ethanol sa loob nito, sila ay hindi kumikilos pagkatapos ng 2-5 minuto at pagkatapos ay nabahiran ng pangulay. Madali silang matukoy at mabibilang sa ilalim ng mikroskopya.