obecny

MUK 4.2.2939-11

INSTRUKCJE METODOLOGICZNE

4.2. METODY KONTROLI. CZYNNIKI BIOLOGICZNE I MIKROBIOLOGICZNE

Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla laboratoriów szczebla terytorialnego, regionalnego i federalnego

Data wprowadzenia: od momentu zatwierdzenia

1. Opracowany przez Federalny Państwowy Instytut Opieki Zdrowotnej „Rosyjski Instytut Badawczy Anty-Plague „Mikrob” Rospotrebnadzor (V.V. Kutyrev, IN Sharova, N.A. Osina, E.S. Kazakova, E.A. Plotnikova, SA Piontkovsky, T. Yu. Utkin, S. A. Shcherbakova); M.V. Chesnokova, A.V. Mazepa, S.A. Tatarnikov); Federalna instytucja zdrowia publicznego „Stawropol Research Anti-Plague Institute” Rospotrebnadzor (AN Kulichenko, O.V. Maletskaya, T.V. Taran , A.P. Instytucja „Wołgogradski Instytut Badawczy Przeciw Pladze” Rospotrebnadzor (V.V. Alekseev, A.V. Lipnitsky, V.A. Antonov, D.V. Viktorov); Federalny Państwowy Instytut Opieki Zdrowotnej „Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute” w Rospotrebnadzor (N.V. Pavlovich, N.L. Pichurina, N.V. Aronova, N.N. Onoprienko, M.V. Tsimbalistova, A.S. Vodopyanov); Federalny Państwowy Zakład Opieki Zdrowotnej „Centrum Zwalczania Plagi” Rospotrebnadzor (V.E. Bezsmertny, S.M. Ivanova); Federalny budżetowy zakład opieki zdrowotnej „Federalne Centrum Higieny i Epidemiologii” Rospotrebnadzor (VG Sennikova, M.V. Zarochentsev, V.V. Mordvinova); Federalny Państwowy Instytut Naukowy „Państwowe Centrum Naukowe Stosowanej Mikrobiologii i Biotechnologii” Rospotrebnadzor (I.A. Diatłow, A.N. Mokrewicz, S.F. Biketov, M.V. Chramov, N.I. Luneva); Federalna Państwowa Instytucja Budżetowa „GISK im. L.A. Tarasevicha” Ministerstwa Zdrowia i Rozwoju Społecznego (I.V. Borisevich, L.V. Sayapina).

3. Zatwierdzony przez Szefa Federalnej Służby Nadzoru Ochrony Praw Konsumentów i Opieki Społecznej, Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej G. G. Onishchenko w dniu 14 lipca 2011 r.

1 obszar zastosowania

1 obszar zastosowania

1.1. Niniejsze wytyczne określają procedurę organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla laboratoriów szczebla terytorialnego, regionalnego i federalnego, formy i metody ich interakcji, nomenklaturę i zakres badania, wymagania dla laboratoriów, specjalistów i personelu zaangażowanego w prowadzenie badań, logistykę badań, biologiczne bezpieczeństwo pracy.

1.2. Niniejsze wytyczne przeznaczone są dla specjalistów laboratoriów bakteriologicznych instytucji sprawujących państwowy nadzór sanitarno-epidemiologiczny nad tularemią w Federacji Rosyjskiej, placówek leczniczo-profilaktycznych i przeciwdżumowych.

2. Odniesienia do przepisów

2.1. Ustawa federalna z 03.03.1999 N 52-FZ „O dobrostanie sanitarno-epidemiologicznym ludności” .
______________
Ustawa federalna z dnia 30 marca 1999 r. N 52-FZ „O dobrostanie sanitarno-epidemiologicznym ludności” . - Notatka producenta bazy danych.

2.2. Dekret rządu Federacji Rosyjskiej z dnia 29 października 2007 r. N 720 * „W sprawie zmian do klauzuli 5 rozporządzenia w sprawie działalności licencyjnej związanej ze stosowaniem czynników zakaźnych”, zatwierdzony dekretem rządu Federacji Rosyjskiej ze stycznia 22, 2007 N 31 *.
________________
* Dokument utracił ważność na podstawie Dekretu Rządu Federacji Rosyjskiej z dnia 16 kwietnia 2012 r. N 317

2.3. Zarządzenie Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 24 lutego 2009 r. N 11 „W sprawie składania raportów nadzwyczajnych o sytuacjach nadzwyczajnych w dziedzinie zdrowia publicznego o charakterze sanitarno-epidemiologicznym” (zarejestrowane w Ministerstwie Sprawiedliwości Federacja Rosyjska w dniu 10 kwietnia 2009 r. N 13745).

2.4. Rozporządzenie Ministerstwa Zdrowia i Rozwoju Społecznego Federacji Rosyjskiej z dnia 7 lipca 2009 r. N 415n „W sprawie zatwierdzenia wymagań kwalifikacyjnych dla specjalistów z wyższym i podyplomowym wykształceniem medycznym i farmaceutycznym w dziedzinie opieki zdrowotnej” (zarejestrowane w Ministerstwie Sprawiedliwości Federacji Rosyjskiej w dniu 9 lipca 2009 r. N 14292).

2.6. SP 1.2.036-95 „Procedura rozliczania, przechowywania, przenoszenia i transportu drobnoustrojów z grup patogenności I-IV” (zatwierdzona Uchwałą Państwowego Komitetu Nadzoru Sanitarno-Epidemiologicznego Federacji Rosyjskiej z dnia 28 sierpnia 1995 r. N 14 ).

2.7. SP 3.1.7.2642-10 „Zapobieganie tularemii” (zatwierdzony dekretem Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 31 maja 2010 r. N 61 „W sprawie zatwierdzenia SP 3.1.7.2642-10”. Zarejestrowany w Ministerstwie Sprawiedliwość Federacji Rosyjskiej w dniu 7 lipca 2010 r. N 7745).

2.8. SP 1.3.1285-03 „Bezpieczeństwo pracy z mikroorganizmami z grup I-II patogenności (niebezpieczeństwo)” (zatwierdzony Dekretem Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 15 kwietnia 2003 r. N 42 „O Uchwaleniu Przepisy sanitarne i epidemiologiczne SP 1.3.1285-03". Zarejestrowane w Ministerstwie Sprawiedliwości Federacji Rosyjskiej 10 maja 2003 r. N 4545).

2.9. SP 1.3.1318-03* „Procedura wydawania wniosku sanitarno-epidemiologicznego w sprawie możliwości pracy z patogenami ludzkich chorób zakaźnych z grup patogenności I-IV (zagrożenia), mikroorganizmami genetycznie zmodyfikowanymi, truciznami pochodzenia biologicznego i robakami pasożytniczymi” ( zatwierdzony decyzją Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 30 kwietnia 2003 r. N 85 „W sprawie uchwalenia przepisów sanitarnych i epidemiologicznych SP 1.2.1318-03” Zarejestrowany w Ministerstwie Sprawiedliwości Federacji Rosyjskiej w maju 19, 2003 N 4558).
______________
*Prawdopodobnie oryginalny błąd. Powinien brzmieć: SP 1.2.1318-03. - Notatka producenta bazy danych.

2.12. SP 3.4.2318-08 „Ochrona sanitarna terytorium Federacji Rosyjskiej” (zatwierdzony dekretem Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 22 stycznia 2008 r. N 3 „O zatwierdzeniu przepisów sanitarno-epidemiologicznych SP 3.4 .2318-08". Zarejestrowany w Ministerstwie Sprawiedliwości Federacji Rosyjskiej 3.04 .2008 N 11459).

2.13. SanPiN 2.1.7.2790-10 „Wymagania sanitarno-epidemiologiczne dotyczące postępowania z odpadami medycznymi” (zatwierdzone dekretem Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 9 grudnia 2010 r. N 163. Zarejestrowany w Ministerstwie Sprawiedliwości Rosji Federacja 17 lutego 2011 r. N 19871).

2.14. SanPiN 2.1.3.2630-10 „Wymagania sanitarne i epidemiologiczne dla organizacji prowadzących działalność medyczną” (zatwierdzone dekretem Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego Federacji Rosyjskiej z dnia 18 maja 2010 r. N 58. Zarejestrowany w Ministerstwie Sprawiedliwości Rosji Federacja 9 sierpnia 2010 r. N 18094).

2.15. Zasady sanitarne dotyczące urządzania, wyposażenia i utrzymania eksperymentalnych klinik biologicznych (wiwariów) (zatwierdzone przez Głównego Państwowego Lekarza Sanitarnego ZSRR z dnia 6 kwietnia 1973 r. N 1045-73).

2.16. MU 3.1.2007-05 "Nadzór epidemiologiczny tularemii".

2.17. MU 3.3.2.2124-06 „Kontrola diagnostycznych pożywek dla wskaźników biologicznych dla patogenów dżumy, cholery, wąglika, tularemii”.

2.18. MUK 4.2.2316-08 „Metody monitorowania bakteriologicznych pożywek”.

2.19. MU 1.3.2569-09 „Organizacja pracy laboratoriów stosujących metody amplifikacji kwasów nukleinowych podczas pracy z materiałem zawierającym mikroorganizmy z grup patogeniczności I-IV”.

2.20. MU 4.2.2495-09 "Określenie wrażliwości patogenów niebezpiecznych infekcji bakteryjnych (dżuma, wąglik, cholera, tularemia, bruceloza, nosacizna i melioidoza) na leki przeciwbakteryjne."

3. Lista skrótów

LPS - lipopolisacharyd

MPU - placówka lecznicza i profilaktyczna

OOI - szczególnie niebezpieczne infekcje

SP - przepisy sanitarno-epidemiologiczne

SanPiN - przepisy i regulacje sanitarno-epidemiologiczne

MU - wytyczne

PBA - patogenny czynnik biologiczny

MFA - metoda przeciwciał fluorescencyjnych

ELISA - test immunoenzymatyczny

PCR - reakcja łańcuchowa polimerazy

RA - reakcja aglutynacji

RNGA - reakcja hemaglutynacji pośredniej

RTNHA - reakcje hamowania hemaglutynacji pośredniej

RNAt – reakcja neutralizacji przeciwciał

MIS - magnoimmunosorbenty

RLA - reakcja aglutynacji lateksu

IC - immunochromatografia

Test IC - test immunochromatograficzny

4. Postanowienia ogólne

Charakterystyka choroby i czynnik sprawczy tularemii

Tularemia jest odzwierzęcą ogólnoustrojową, naturalną, ogniskową chorobą zakaźną bakteryjną, charakteryzującą się objawami ogólnego zatrucia, gorączką, zmianami zapalnymi w obrębie wrót zakażenia, regionalnym zapaleniem węzłów chłonnych oraz tendencją do przewlekłego przebiegu.

Głównymi rezerwuarami i źródłami czynnika sprawczego tularemii w warunkach naturalnych są dzikie zwierzęta (około 50 gatunków), głównie różnego rodzaju gryzonie i zające. Na terenie naturalnych ognisk tularemii mogą zarazić się owce, świnie i bydło. Rezerwuarem i nosicielami patogenu są również wysysające krew stawonogi: roztocza ixodid i gamasid, komary, gzy, pchły. Chory nie stanowi zagrożenia epidemiologicznego.

Podobnie jak w przypadku wszystkich chorób odzwierzęcych, tularemia charakteryzuje się wieloma mechanizmami (aspiracyjnym, kontaktowym, fekalno-oralnym, zakaźnym), a także drogami i czynnikami przenoszenia. Zgodnie z Międzynarodową Statystyczną Klasyfikacją Chorób i Problemów Zdrowotnych (Rewizja Dziesiąta. Genewa, 2003, (ICD-10) oraz zgodnie z lokalizacją głównego procesu patologicznego rozróżnia się następujące postacie tularemii:

A21.0 - wrzodowo-gruczołowy (wrzód dymieniowy);

A21.1 - okulo-gruczołowy (okolo-dymiczny);

A21.2 - płucny;

A21.3 - żołądkowo-jelitowy (brzuszny);

A21.7 - uogólniony;

A21.8 - inne formy tularemii (anginous-bubonic);

5.1.1. Wymagania dla laboratoriów instytucji medycznych prowadzących badania nad tularemią

Placówki medyczne, których laboratoria wykonują badania diagnostyczne w kierunku tularemii, muszą posiadać licencję na prowadzenie działalności związanej z wykorzystaniem patogenów z grup patogenności (zagrożenia) III-IV.

Laboratoria zakładów opieki zdrowotnej muszą posiadać wniosek sanitarno-epidemiologiczny o możliwości pracy z drobnoustrojami z grup patogenności (zagrożenia) III-IV zgodnie z aktualnym SP w sprawie procedury wydawania wniosku sanitarno-epidemiologicznego o możliwości pracy z patogenami chorób zakaźnych człowieka I-IV grup patogenności (zagrożenia), mikroorganizmów genetycznie zmodyfikowanych, trucizn pochodzenia biologicznego i robaków pasożytniczych.

Rozliczanie, przechowywanie, transfer i transport izolowanych kultur cholery vibrios (podejrzanych) należy prowadzić zgodnie z obowiązującymi dokumentami regulacyjnymi dotyczącymi procedury rozliczania, przechowywania, transferu i transportu drobnoustrojów z grup patogenności I-IV.



Prowadzenie badań na wszystkich etapach - pobieranie próbek, przechowywanie, dostarczanie do laboratorium, rejestracja, procedura badawcza, wydawanie wyników, interakcja z instytucjami Rospotrebnadzor - musi być zgodne z wymogami aktualnych dokumentów regulacyjnych i administracyjnych.



Testy na tularemię mogą wykonywać specjaliści w wieku poniżej 18 lat z wyższym i średnim wykształceniem medycznym, biologicznym, którzy ukończyli szkolenia w specjalności „Bakteriologia” z opracowaniem metod bezpiecznej pracy z patogenami chorób zakaźnych III- IV grupy chorobotwórczości (zagrożenia), które mają pozwolenie na pracę z grupami chorobotwórczości PBA III-IV na podstawie zarządzenia kierownika placówki. Specjaliści przeprowadzający badania diagnostyczne w kierunku tularemii muszą posiadać niezbędne umiejętności zawodowe zgodnie z nomenklaturą wykonywanych badań (Załącznik 8).

Specjaliści zajmujący się działalnością związaną z wykorzystaniem patogenów chorób zakaźnych muszą co najmniej raz na pięć lat podnosić swoje kwalifikacje i posiadać certyfikat specjalisty.









Kontrola jakości badań diagnostycznych tularemii w laboratoriach placówek służby zdrowia obejmuje:












Zasady dokumentacji





Aby pobrać materiał i przeprowadzić badania diagnostyczne w kierunku tularemii w laboratoriach bakteriologicznych, zakłady opieki zdrowotnej muszą posiadać:





Personel powinien być wyposażony w kombinezon i sprzęt ochrony osobistej (do pobierania próbek materiału klinicznego i przeprowadzania reakcji immunoserologicznych).

5.1.2. Nomenklatura i zakres badań

Placówki kliniczne dobierają materiał kliniczny od osób z podejrzeniem tularemii, pacjentów z różnymi postaciami tularemii i zaszczepionych, a także materiał przekrojowy od osób zmarłych.

W laboratoriach bakteriologicznych placówek służby zdrowia surowice krwi pacjentów z tularemią i zaszczepionych przeciwko tularemii badane są metodami immunoserologicznymi i alergologicznymi:

1) wykrywanie przeciwciał w sparowanych surowicach;

2) przeprowadzenie reakcji lizy leukocytów.

Lekarz chorób zakaźnych przychodni ocenia stan alergologiczny pacjentów wykonując test alergiczny z tularyną.

5.1.3. Kolejność diagnostyki laboratoryjnej tularemii w laboratoriach placówek medycznych

Pobieranie i transport próbek materiału klinicznego

Materiał od pacjentów pobierany jest przez personel medyczny placówki przy przyjęciu pacjenta, przed rozpoczęciem leczenia lekami przeciwbakteryjnymi. Pobieranie próbek jest przeprowadzane przez dwóch pracowników medycznych, z których jeden jest specjalistą chorób zakaźnych lub terapeutą (chirurgiem), przeszkolonym w diagnostyce szczególnie groźnych zakażeń i przestrzeganiu wymogów bezpieczeństwa biologicznego podczas pracy z materiałem klinicznym podejrzanym o obecność patogenów chorób zakaźnych I-II grupy patogeniczności. Materiał od osób zaszczepionych jest pobierany przez personel medyczny placówek służby zdrowia

Materiał przekrojowy jest pobierany przez pracowników medycznych oddziałów patologii i anatomii (lub BSME) w obecności specjalisty od szczególnie niebezpiecznych zakażeń, kierując się aktualnymi wytycznymi metodologicznymi dotyczącymi organizacji i wdrażania pierwotnych środków przeciwepidemicznych w przypadku wykrycia pacjent (zwłoki) z podejrzeniem chorób zakaźnych powodujących sytuacje nadzwyczajne w obszarach dobrostanu sanitarno-epidemiologicznego ludności, zgodnie z uregulowanymi wymogami bezpieczeństwa biologicznego przy pracy z chorobotwórczymi czynnikami biologicznymi grup I-II.

Aby zostać wysłanym do laboratoriów bakteriologicznych instytucji Rospotrebnadzor, biorą:

od chorych, w zależności od postaci klinicznej choroby: zawartość bubo, materiał z gardła, ze spojówki oka, wydzielina wrzodowa, plwocina, krew;

od osób zmarłych: powiększone węzły chłonne, zmienione obszary płuc i śledziony, tchawica;

od zaszczepionych osób: krew.

Pobieranie próbek wszystkich rodzajów materiałów odbywa się w sterylnych naczyniach szklanych lub plastikowych odpowiadających objętości próbek.

Punktuj z bubo zażywać do 14-20 dni choroby strzykawką o pojemności co najmniej 5 ml. Skórę w miejscu przeznaczonym do nakłucia traktuje się 70% alkoholem, a następnie smaruje 5% roztworem jodu i ponownie wyciera 70% alkoholem. Igłę wprowadza się w taki sposób, aby jej czubek sięgał do środkowej części bubo, po czym ciągnąc tłok do awarii, igłę powoli wyjmuje się. Zawartość przenosi się do sterylnej probówki z zakrętką. Do bubo można wprowadzić 0,3-0,5 ml sterylnego 0,9% roztworu chlorku sodu przed pobraniem materiału, a następnie wybrać zawartość. Kiedy dymienica jest otwarta, materiał jest pobierany oddzielnie od obwodowej gęstej części i odłączanej przetoki.

Przed podjęciem zdejmowany wrzód, grudki, pęcherzyki lub złuszczony strup za pomocą chusteczki do dezynfekcji przed wstrzyknięciem, dokładnie oczyść skórę wokół dotkniętego obszaru, w razie potrzeby usuń martwicze masy i ropę sterylną chusteczką z gazy. Po przetaczaniu wacika po powierzchni rany od środka do obwodu, materiał jest wchłaniany przez wacik przez 5-10 sekund. Wymazówkę z materiałem umieszcza się w probówce lub medium transportowym. Przy użyciu strzykawki igłę wprowadza się na brzeg pęcherzyka (krosty), a następnie przesuwa w kierunku środka. W przypadku owrzodzeń przebijana jest gęsta krawędź.

Flegma zebrane w specjalnych pojemnikach z szerokimi ustami z zakrętką.

Zdejmowana błona śluzowa gardła przyjmować na pusty żołądek lub 3-4 godziny po jedzeniu. Delikatnie uciskając język szpatułką, między łukami migdałków a językiem wprowadza się tampon (nie można dotykać tamponem ust, policzków, języka) i pobieramy materiał z tylnej części gardła, migdałków i miejsc zapalnych lub owrzodzenie błony śluzowej. Wymaz z materiałem umieszcza się w sterylnej probówce lub probówce z pożywką transportową lub pożywką.

Krew do badań są podejmowane zgodnie z zasadami aseptyki i środków ochrony osobistej. Krew pobiera się z żyły łokciowej w ilości 10-20 ml jednorazową strzykawką i przenosi do probówki do inokulacji na pożywki i zakażenia zwierząt testowanych biologicznie, do probówki z antykoagulantem (4% roztwór cytrynianu sodu w w stosunku 1:10 do objętości krwi lub 6% roztwór EDTA w stosunku 1:20 do objętości krwi) do analizy PCR, w probówce do uzyskania surowicy do reakcji immunoserologicznych.

Aby wywołać reakcję aglutynacji kropli krwi i reakcję leukocytolizy, krew pobierana jest z palca.

Wydzielina spojówkowa oka należy przyjmować do 17. dnia choroby sterylnym wacikiem zwilżonym 0,9% roztworem chlorku sodu. Próbki z każdego oka pobiera się oddzielnymi wymazami wykonując dwa lub trzy ruchy okrężne wzdłuż błony śluzowej oka. Wymazówkę z materiałem umieszcza się w sterylnej probówce lub pożywce transportowej. W obecności obfitej ropnej wydzieliny sterylnym suchym bawełnianym wacikiem, ropa jest pobierana z wewnętrznej powierzchni dolnej powieki, przesuwając się w kierunku wewnętrznego kącika szpary powiekowej. Należy upewnić się, że rzęsy nie dotykają wacika (trzymać powiekę ręką). Dostawa materiału do laboratorium w ciągu 1 godziny, przy zastosowaniu specjalnych środków transportowych - w ciągu doby.

Pojemniki z próbkami są oznakowane, z zewnątrz potraktowane roztworem dezynfekującym, zapakowane w worek foliowy z zamkiem błyskawicznym i umieszczone w pojemniku do transportu materiału biologicznego do badań. Pojemnik z zapakowanym materiałem jest plombowany i wysyłany do laboratorium kurierem specjalnie wyznaczonym transportem. Powierzchnia stołu po zapakowaniu próbek jest traktowana roztworem dezynfekującym.

W przypadku próbek dostarczonych do laboratorium należy wypełnić instrukcję (Załącznik 1), która wskazuje: adres instytucji, do której wysyłana jest próbka (próbki); nazwisko, imię, patronimika pacjenta (zmarłego); płeć, wiek, miejsce zamieszkania, data choroby, data skorzystania z pomocy medycznej, data hospitalizacji, diagnoza wstępna; cechy historii epidemiologicznej; czy pacjent otrzymał terapię przeciwbakteryjną przed przyjęciem materiału (kiedy, jakie leki zastosowano, w jakiej dawce); rodzaj materiału pobranego do badania bakteriologicznego; cel badania; data i godzina odbioru materiału; adres, na który należy zgłosić wyniki badania bakteriologicznego; nazwa instytucji, stanowisko, nazwisko i inicjały osoby wysyłającej próbkę (próbki), podpis; przykładowy czas dostawy; stanowisko, nazwisko i inicjały osoby, która pobrała próbki.

Materiał jest transportowany do laboratorium w torbie chłodzącej. W przypadku braku warunków do przechowywania materiału na zimno, czas od momentu pobrania materiału do rozpoczęcia badania nie powinien przekraczać 5-6 godzin.



Nastawienie i rejestrację reakcji immunoserologicznych przeprowadza się w laboratorium bakteriologicznym placówki zdrowia zgodnie z instrukcją stosowania preparatów diagnostycznych. W dynamice choroby sparowane surowice są badane w odstępie 7-10 dni. 4-krotny lub większy wzrost miana przeciwciał jest wiarygodny diagnostycznie.

Nadwrażliwość u osób chorych i zaszczepionych jest określana przez: in vitro

Sporządzanie i rejestrowanie wyników testu alergicznego na tularemię (ciekły alergen tularemii, zawiesina do aplikacji skaryfikacji skóry) u osób zakażonych lub podejrzewanych o zakażenie tularemią przeprowadza specjalista ds. chorób zakaźnych w placówce opieki zdrowotnej zgodnie z instrukcje dotyczące używania leku.

Należy pamiętać, że test alergiczny pozostaje dodatni u osób, które przeszły tularemię.

5.1.4. Rejestracja wyników badań

Rejestracja wyników badań serologicznych i alergicznych surowic na obecność tularemii w laboratoriach bakteriologicznych zakładów opieki zdrowotnej odbywa się zgodnie z formularzami księgowymi ustalonymi w placówce. Wydawanie odpowiedzi na kazusy – według ujednoliconych formularzy.

5.1.5. Procedura interakcji instytucji medycznych z organizacjami Rospotrebnadzor

5.2. Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie (miasto i okręgi administracyjne podmiotu, zjednoczone terytorialnie) na terenie Federacji Rosyjskiej

5.2.1. Wymagania dla laboratoriów oddziałów FBUZ "Centrum Higieny i Epidemiologii" w gminie w podmiocie Federacji Rosyjskiej, które prowadzą badania nad tularemią

Dostępność zezwoleń i dokumentów regulacyjnych

FBUZ "Centrum Higieny i Epidemiologii" w podmiocie założycielskim Federacji Rosyjskiej, na podstawie którego oddziałów działają laboratoria bakteriologiczne, musi posiadać licencję na prowadzenie działalności związanej z wykorzystaniem patogenów II-IV (lub III-IV ) grupy chorobotwórczości (zagrożenia).

Laboratoria oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie w podmiocie Federacji Rosyjskiej, które prowadzą badania nad tularemią, muszą mieć wniosek sanitarno-epidemiologiczny o możliwości pracy z drobnoustrojami III-IV grup zjadliwości (niebezpieczeństwo) zgodnie z aktualnym SP w sprawie trybu wydawania wniosków sanitarno-epidemiologicznych o możliwości prowadzenia prac z patogenami ludzkich chorób zakaźnych I-IV grupami (zagrożenia), mikroorganizmami genetycznie zmodyfikowanymi, truciznami pochodzenia biologicznego i robaki.

Laboratoria oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie w podmiocie Federacji Rosyjskiej muszą być akredytowane w zakresie kompetencji technicznych w określony sposób, zgodnie z obowiązującymi ramami prawnymi Federacji Rosyjskiej.

Ewidencja, przechowywanie, transfer i transport próbek materiału klinicznego powinny być prowadzone zgodnie z aktualnym SP w sprawie procedury rejestrowania, przechowywania, transferu i transportu drobnoustrojów z grup patogenności I-IV.

Usuwanie odpadów musi odbywać się zgodnie z aktualnymi wymogami sanitarno-epidemiologicznymi dotyczącymi postępowania z odpadami medycznymi.



Wymagania dla specjalistów i personelu zaangażowanego w prowadzenie badań nad tularemią

Testy na tularemię mogą wykonywać specjaliści w wieku poniżej 18 lat z wyższym i średnim wykształceniem medycznym, biologicznym, którzy ukończyli szkolenia w specjalności „Bakteriologia” z opracowaniem metod bezpiecznej pracy z patogenami chorób zakaźnych III- IV grupy chorobotwórczości (zagrożenia), które posiadają zezwolenie na pracę z grupami PBA III-IV na podstawie zarządzenia kierownika placówki. Specjaliści przeprowadzający badania diagnostyczne w kierunku tularemii muszą posiadać niezbędne umiejętności zawodowe zgodnie z nomenklaturą wykonywanych badań (Załącznik 8).

Specjaliści zajmujący się działalnością związaną z wykorzystaniem patogenów chorób zakaźnych muszą posiadać certyfikat specjalisty i podnosić swoje kwalifikacje co najmniej raz na pięć lat.

Wymagania dotyczące zapewnienia bezpieczeństwa personelu

Każde laboratorium wykonujące badania na tularemię musi posiadać pakiet dokumentów, które określają bezpieczny tryb pracy dla pracowników, biorąc pod uwagę charakter pracy, cechy technologii i właściwości mikroorganizmów. Dokumenty muszą być skoordynowane z komisją ds. monitorowania zgodności z wymogami bezpieczeństwa biologicznego, specjalistami w zakresie ochrony pracy, środków przeciwpożarowych i zatwierdzone przez kierownika instytucji. Wyniki sprawdzania znajomości zasad bezpieczeństwa personelu podczas pracy są odnotowywane w specjalnym dzienniku.

Wszyscy pracownicy muszą przestrzegać wymagań dotyczących zapewnienia bezpieczeństwa pracy z materiałem podejrzanym lub zakażonym patogenami chorób zakaźnych III-IV grup patogenności (zagrożenia), zgodnie z aktualnymi dokumentami regulacyjnymi.

Pracownicy instytucji zajmującej się badaniem epizootologicznym obszaru enzootycznego powinni zostać zaszczepieni przeciwko tularemii, a następnie monitorowani poziom odporności i odnotowywani w specjalnym dzienniku.

Procedura organizowania wewnętrznej kontroli jakości badań laboratoryjnych

Kontrola jakości testów diagnostycznych na tularemię w laboratoriach obejmuje:

kontrola jakości preparatów diagnostycznych i systemów testowych, wody destylowanej, odczynników chemicznych i środków dezynfekujących;

terminowa weryfikacja przyrządów pomiarowych, certyfikacja sprzętu badawczego;

kontrola jakości sterylizacji szkła laboratoryjnego;

kontrola pracy sterylizatorów parowych i na suche powietrze;

kontrola działania lamp bakteriobójczych;

kontrola temperatury lodówek;

kontrola temperatury termostatów;

sprawdzenie stanu powietrza pomieszczeń i boksów przemysłowych, temperatury, wilgotności;

kontrola stanu sanitarnego pomieszczeń, w tym warunków czyszczenia, dezynfekcji, kontrola spłukiwania powierzchni i urządzeń.

Wyniki kontroli są zapisywane w specjalnych dziennikach.

Zasady dokumentacji

Prowadzenie dokumentacji laboratoryjnej, w tym rejestrów i dzienników pracy, odbywa się zgodnie z wymaganiami aktualnych dokumentów regulacyjnych i metodycznych.

Wymagania dotyczące zasobów materialnych niezbędnych do wykonania badań diagnostycznych w kierunku tularemii

W celu przeprowadzenia badań diagnostycznych w kierunku tularemii w laboratoriach bakteriologicznych oddziałów Centrum Higieny i Epidemiologii należy udostępnić:

preparaty diagnostyczne, systemy testowe zarejestrowane zgodnie z ustaloną procedurą (Załącznik 3);

odczynniki chemiczne (dodatek 4);

urządzenia, sprzęt, materiały eksploatacyjne (Załącznik 5, 6).

Zaleca się posiadanie zestawu medycznego do pobierania materiału (uniwersalne opakowanie do pobierania materiału od ludzi oraz z obiektów środowiskowych do badań w kierunku szczególnie groźnych chorób zakaźnych).

Personel musi być wyposażony w kombinezon i środki ochrony osobistej.

5.2.2. Nomenklatura i zakres badań

Laboratoria oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminach w podmiocie Federacji Rosyjskiej, sprawując nadzór epidemiologiczny, monitorują stan odporności na tularemię u osób zaszczepionych.

Badania prowadzone są w następującym zakresie:

1) wykrywanie przeciwciał;

2) etapowanie reakcji lizy leukocytów.

Jeżeli laboratorium zakładu opieki zdrowotnej nie wykonuje badań serologicznych w kierunku tularemii, surowicę pacjentów lub z podejrzeniem tej choroby bada się w oddziale FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” na terenie Federacji Rosyjskiej (przez umowa).

5.2.3. Procedura diagnostyki laboratoryjnej tularemii w laboratoriach oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie w podmiocie Federacji Rosyjskiej

Stan odporności u osób zaszczepionych sprawdza się 5 lat po szczepieniu, a następnie - 1 raz na 2 lata.

Kontrolę stanu odporności na tularemię przeprowadza się za pomocą alergologicznej (reakcja leukocytolizy) lub jednej z serologicznych metod badawczych (RZS, wolumetryczna reakcja aglomeracyjna, RNHA, ELISA). W takim przypadku preferowane jest stosowanie metod badań serologicznych. Materiałem do badań jest krew i surowica krwi zaszczepionych. Jeśli to konieczne, możesz użyć reakcji kropli krwi, która pozwala na udzielenie odpowiedzi w ciągu 5 minut i może być dostarczana z suchą kroplą krwi.

Od pacjentów lub osób z podejrzeniem tularemii w dynamice choroby sparowane surowice są badane w odstępie 7-10 dni. 4-krotny lub większy wzrost miana przeciwciał jest wiarygodny diagnostycznie.

Nadwrażliwość u osób zaszczepionych i chorych określana jest przez: in vitro w reakcji leukocytolizy zgodnie z aktualnymi wytycznymi nadzoru epidemiologicznego tularemii.

5.2.4. Rejestracja wyników badań

Rejestracja wyników badań w laboratoriach oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie podmiotu wchodzącego w skład Federacji Rosyjskiej odbywa się zgodnie z formularzami księgowymi ustanowionymi w instytucji. Wydawanie odpowiedzi - według ujednoliconych formularzy.

5.2.5. Procedura współdziałania oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w gminie w podmiocie Federacji Rosyjskiej z innymi organizacjami Rospotrebnadzor

Informacje o wynikach diagnostyki laboratoryjnej tularemii w laboratorium oddziału Centrum Higieny i Epidemiologii FBUZ w podmiocie założycielskim Federacji Rosyjskiej są przekazywane zgodnie z obowiązującymi dokumentami regulacyjnymi.

5.3. Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w podmiocie Federacji Rosyjskiej

5.3.1. Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” na terenie Federacji Rosyjskiej, w której strukturze nie ma działów i laboratoriów szczególnie niebezpiecznych infekcji

Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla laboratoriów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w podmiotach wchodzących w skład Federacji Rosyjskiej, w której strukturze nie ma działów ani laboratoriów szczególnie niebezpiecznych infekcji, odpowiada procedurze procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla laboratoriów oddziałów FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w podmiocie Federacji Rosyjskiej (rozdział 5.2).

5.3.2. Procedura organizowania i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej tularemii dla laboratoriów szczególnie niebezpiecznych zakażeń FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” na terenie Federacji Rosyjskiej

5.3.2.1. Wymagania dla laboratoriów szczególnie niebezpiecznych infekcji FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” na terenie Federacji Rosyjskiej, prowadzące badania nad tularemią.

Dostępność zezwoleń i dokumentów regulacyjnych

FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w podmiocie założycielskim Federacji Rosyjskiej, na podstawie którego działają laboratoria szczególnie niebezpiecznych zakażeń, prowadzące badania nad tularemią, musi posiadać licencję na prowadzenie działalności związanej z wykorzystaniem patogenów II -Grupy patogenności IV (niebezpieczeństwa).

Laboratoria OOI FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w jednostce Federacji Rosyjskiej, które prowadzą badania nad tularemią, muszą mieć wniosek sanitarno-epidemiologiczny dotyczący możliwości pracy z drobnoustrojami z grup patogenności II-IV (zagrożenia) w zgodnie z aktualnym SP w sprawie trybu wydawania wniosków sanitarno-epidemiologicznych o możliwości prowadzenia pracy z patogenami ludzkich chorób zakaźnych I-IV grup patogenności (zagrożenia), mikroorganizmami genetycznie zmodyfikowanymi, truciznami pochodzenia biologicznego i robakami pasożytniczymi.

Laboratoria FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w jednostce Federacji Rosyjskiej muszą być akredytowane w zakresie kompetencji technicznych w określony sposób, zgodnie z obowiązującymi ramami prawnymi Federacji Rosyjskiej.

Ewidencja, przechowywanie, transfer i transport izolowanych podejrzanych kultur czynnika wywołującego tularemię i/lub próbek materiału klinicznego powinny być prowadzone zgodnie z aktualnym SP w sprawie procedury rejestrowania, przechowywania, transferu i transportu drobnoustrojów z grup patogenności I-IV.

Usuwanie odpadów musi odbywać się zgodnie z obowiązującymi wymogami sanitarno-epidemiologicznymi dotyczącymi postępowania z odpadami medycznymi.

Prowadzenie badań na wszystkich etapach: pobieranie próbek, przechowywanie, dostawa do laboratorium, rejestracja, procedura badawcza, wydawanie wyników, interakcja z organizacjami Rospotrebnadzor muszą być zgodne z wymogami aktualnych dokumentów regulacyjnych.

Wymagania dla specjalistów i personelu zaangażowanego w prowadzenie badań nad tularemią

Badania na tularemię mogą wykonywać specjaliści do 18 roku życia z wykształceniem wyższym i średnim medycznym, biologicznym, którzy ukończyli szkolenia w specjalności „Bakteriologia” z podstawami bezpiecznej pracy z chorobotwórczymi czynnikami biologicznymi (PBA) grupy I -II, którzy posiadają zezwolenie na pracę w PBA II - IV grupy na podstawie zarządzenia kierownika placówki. Specjaliści prowadzący badania nad tularemią muszą posiadać niezbędne umiejętności zawodowe (Załącznik 8).

Specjaliści prowadzący działania związane z wykorzystaniem patogenów chorób zakaźnych muszą posiadać certyfikaty i doskonalić swoje umiejętności przynajmniej raz na pięć lat.

Wymagania dotyczące zapewnienia bezpieczeństwa personelu

Każde laboratorium prowadzące badania nad tularemią musi posiadać pakiet dokumentów, które określają bezpieczny tryb pracy dla pracowników, biorąc pod uwagę charakter pracy, cechy technologii i właściwości mikroorganizmów. Dokumenty muszą być skoordynowane z komisją ds. monitorowania zgodności z wymogami bezpieczeństwa biologicznego, specjalistami w zakresie ochrony pracy, środków przeciwpożarowych i zatwierdzone przez kierownika instytucji. Wyniki sprawdzania znajomości zasad bezpieczeństwa personelu podczas pracy są odnotowywane w specjalnym dzienniku.

Specjaliści, którzy przeprowadzają epizootologiczne badanie terytorium enzootycznego na obecność tularemii i jego laboratoryjne wsparcie, powinni zostać zaszczepieni przeciwko tularemii, a następnie monitorować poziom odporności i odnotowywać wyniki w specjalnym dzienniku.

Wszyscy pracownicy muszą przestrzegać wymagań dotyczących zapewnienia bezpieczeństwa pracy z materiałem podejrzanym lub zakażonym patogenami chorób zakaźnych I-II grup patogenności (zagrożenia), zgodnie z aktualnymi dokumentami regulacyjnymi.

Procedura organizowania wewnętrznej kontroli jakości badań laboratoryjnych

Kontrola jakości badań diagnostycznych tularemii w laboratoriach OOI FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” obejmuje:

kontrola jakości pożywek, preparatów diagnostycznych i systemów testowych, krążków z preparatami antybakteryjnymi, wody destylowanej, odczynników chemicznych i środków dezynfekujących;

terminowa weryfikacja przyrządów pomiarowych, certyfikacja sprzętu badawczego;

kontrola jakości sterylizacji szkła laboratoryjnego;

kontrola pracy sterylizatorów parowych i na suche powietrze;

kontrola działania lamp bakteriobójczych;

kontrola temperatury lodówek;

kontrola temperatury termostatów;

sprawdzenie stanu powietrza pomieszczeń i boksów przemysłowych, temperatury, wilgotności;

kontrola stanu sanitarnego pomieszczeń, w tym warunków czyszczenia, dezynfekcji, kontrola spłukiwania powierzchni i urządzeń.

Wyniki kontroli są zapisywane w specjalnych dziennikach.

Zasady dokumentacji

Prowadzenie dokumentacji laboratoryjnej, w tym rejestrów i dzienników pracy, odbywa się codziennie zgodnie z wymaganiami aktualnych dokumentów metodycznych.

Wymagania dotyczące zasobów materialnych niezbędnych do wykonania badań diagnostycznych w kierunku tularemii

Aby przeprowadzić testy diagnostyczne tularemii, laboratoria muszą posiadać:

pożywki zarejestrowane w zalecany sposób (dodatek 2);

preparaty diagnostyczne, systemy testowe, preparaty przeciwbakteryjne zarejestrowane zgodnie z ustaloną procedurą (Załącznik 3, 7);

odczynniki chemiczne (dodatek 4);

przyrządy, sprzęt, materiały eksploatacyjne (dodatek 5, 6);

zestaw medyczny (uniwersalne opakowanie do pobierania materiałów od ludzi i obiektów środowiskowych do badań w kierunku szczególnie groźnych chorób zakaźnych).

Pożywki podlegają obowiązkowej kontroli zgodnie z aktualnymi wytycznymi kontroli pożywek diagnostycznych pod kątem wskaźników biologicznych (dla czynnika sprawczego tularemii).

5.3.2.2. Nazewnictwo i zakres badań.

Laboratoria OOI FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” w podmiotach wchodzących w skład Federacji Rosyjskiej wykonują:

badanie materiału od pacjentów i zmarłych z podejrzeniem tularemii;

badanie materiału od osób poddanych badaniu na obecność tularemii zgodnie z wymogami nadzoru epidemiologicznego (zgodnie z ustaleniami);

badanie próbek pobranych podczas badania epizootologicznego terenu;

badanie próbek z obiektów środowiskowych;

identyfikacja izolowanych kultur czynnika sprawczego tularemii według skróconego schematu;

kontrola jakości i właściwości hamujące pożywek.

Badania diagnostyczne materiału przeprowadzane są w następującej objętości:

a) wskazanie patogenu w materiale natywnym metodami diagnostyki ekspresowej i przyspieszonej (MFA, PCR, ELISA, RA, RNHA, RNAb, selektywna koncentracja na MIS, a następnie ELISA);

b) przygotowanie próbki biologicznej;

c) wysiew na pożywki w celu wyizolowania czystej kultury patogenu;

d) wykrywanie przeciwciał na czynnik sprawczy tularemii;

e) identyfikacja wybranej kultury według schematu zredukowanego.

5.3.2.3. Kolejność badań diagnostycznych tularemii w laboratoriach szczególnie niebezpiecznych infekcji FBUZ „Centrum Higieny i Epidemiologii” na temat Federacji Rosyjskiej.

Procedura badania materiału klinicznego

Doboru materiału dokonuje się zgodnie z pkt 5.1.

Aby zidentyfikować czynnik sprawczy tularemii, stosuje się preparaty diagnostyczne i złożone podłoża agarowe lub żółtkowe z dodatkiem cysteiny, ekstraktów tkankowych, odwłóknionej krwi, glukozy, zarejestrowane w określony sposób. Każda partia agaru powinna być zbadana pod kątem wrażliwości na wzrost drobnoustroju tularemii zgodnie z aktualnymi dokumentami regulacyjnymi i metodologicznymi. Aby zahamować wzrost obcej mikroflory, penicylina (100 jednostek/ml), ampicylina (100 jednostek/ml), polimyksyna B (50-100 µg/ml), kefzol (lub cefaleksyna), amfoterycyna B (lub amfoglukamina), siarczan ristomycyny są stosowane i niektóre inne leki przeciwbakteryjne.

Obiekty z uprawami są inkubowane w temperaturze 37 °C. Uprawy oglądamy po 24-48 godzinach (dalej – codziennie przez 10 dni od momentu siewu).

Przygotowanie próbek do PCR odbywa się zgodnie z wymogami wytycznych organizacji pracy laboratoriów stosujących metody amplifikacji kwasów nukleinowych przy pracy z materiałem zawierającym drobnoustroje z grup patogenności I-IV.

Badanie materiału chorego (zwłok)

Etap I:

przygotowanie rozmazów, barwienie utrwalonych rozmazów według Grama, Romanovsky-Giemsa, fluorescencyjne immunoglobuliny tularemii;

ustawienie PCR;

ustawienie reakcji immunoserologicznych w celu wykrycia antygenów i przeciwciał na czynnik sprawczy tularemii (RZS, MFA, RNGA, RNAt, ELISA itp.);

ustawienie reakcji leukocytolizy (krew pacjenta);

zakażenie zwierząt testowanych biologicznie (świnki morskie dootrzewnowo; białe myszy dootrzewnowo lub podskórnie (krew, punkcikowata dymienica), podskórnie (plwocina, wymaz z gardła, otwarta dymienica, wydzielina wrzodowa, spojówka);

wysiew na gęstych pożywkach (krew, bubo punctate);

wysiew na pożywki stałe z inhibitorami obcej flory (plwocina, wymaz z gardła, podłoże z otwartej bubo, wydzielina z wrzodu, spojówka).

II etap(2-6 godzin od rozpoczęcia badania):

rozliczanie wyników MSZ, ELISA, PCR;

uwzględnienie wyników RA, RPGA i RNAt po 18-24 godzinach;

ekstradycja wstępna pozytywna odpowiedź na podstawie obecności w rozmazach małych pałeczek kokoidalnych o barwie Gram-ujemnej lub liliowej według Romanovsky-Giemsy, ich swoistej luminescencji po wybarwieniu fluorescencyjnymi immunoglobulinami tularemii, dodatnim wyniku PCR, dodatnich reakcjach immunoserologicznych z kontrolami ujemnymi.

Etap III(48-72 godziny od rozpoczęcia badania):

oglądanie plonów rodzimego materiału na płytkach agarowych;

bakterioskopia rozmazów z podejrzanych kolonii (barwienie Grama);

przygotowanie testu IC do szybkiej identyfikacji drobnoustroju tularemii z materiałem z podejrzanych kolonii;

badanie przesiewowe podejrzanych kolonii drobnoustroju tularemii na agarze odżywczym w celu wyizolowania czystej kultury;

ekstradycja potwierdzenie wstępnej pozytywnej odpowiedzi na podstawie obecności charakterystycznego wzrostu na gęstej pożywce, obecności małych gram-ujemnych pałeczki kokosowej w rozmazach z kolonii, dodatni test IC do szybkiej identyfikacji drobnoustroju tularemii.

IV etap(3-5 dni od rozpoczęcia badania):

po nagromadzeniu czystej kultury, ustawienie testów do jej identyfikacji. Identyfikację wyizolowanej kultury przeprowadza się według następujących testów:

morfologia komórek, charakter barwienia metodą Grama i fluorescencyjne immunoglobuliny przeciwko tularemii;

charakter wzrostu na pożywce FT-arape lub na złożonej pożywce z żółtkiem McCoya;

brak wzrostu na prostych pożywkach (agar mięsny i/lub bulion);

aglutynacja hodowli ze swoistą surowicą tularemii lub RLA z wyizolowaną hodowlą;

ekspresowa identyfikacja drobnoustroju tularemii za pomocą testu IC;

identyfikacja specyficznych gatunkowo celów DNA metodą PCR;

sekcja zwłok martwych zwierząt poddanych testom biologicznym, inokulacja narządów i krwi na stałe pożywki, przygotowanie i badanie wymazów-odcisków narządów, PCR z zawiesinami narządów.

Etap V(5-15 dni od rozpoczęcia badania):

rozliczanie wyników identyfikacji upraw;

oglądanie plonów materiału z martwych zwierząt testowanych biologicznie;

autopsja i badanie ubitych zwierząt biotestowych;

ekstradycja ostateczna pozytywna odpowiedź przeprowadza się na podstawie izolacji czystej kultury drobnoustroju tularemii z upraw materiału rodzimego, jego identyfikacji na podstawie właściwości morfologicznych, kulturowych, pozytywnych wyników reakcji immunoserologicznych, obecności DNA patogenu, a także na podstawie izolacji identycznych kultur pochodzących od martwych lub poddanych ubojowi zwierząt laboratoryjnych.

Druga grupa. Wysoce podatne, ale niewrażliwe ssaki (zarażają się, gdy pojedyncze komórki drobnoustrojów czynnika wywołującego tularemię dostają się do organizmu, poważnie chorują, ale szybko pozbywają się drobnoustroju, uzyskując stabilną odporność). Do tej grupy należą myszy polne, wszelkiego rodzaju szczury i wiewiórki ziemne, wiewiórki, wiewiórki, bobry, jeże, piżmaki, rzęsorek rzeczek, ryjówka i kilka innych gatunków ssaków.

Trzecia grupa. Ssaki mało podatne i praktycznie niewrażliwe. Należą do nich większość drapieżnych ssaków i zwierząt gospodarskich.

Schemat badania materiału terenowego

Badania laboratoryjne materiału terenowego rozpoczynają się natychmiast po jego otrzymaniu. Jego krótkotrwałe przechowywanie (nie dłużej niż 20 godzin) jest dozwolone w temperaturze od 4 do 6 °C. Kiedy zwierzęta są poddawane sekcji zwłok w miejscu pobrania, narządy można przechowywać i dostarczać do laboratorium w postaci środka konserwującego. Mieszanina wazeliny i parafiny może służyć jako konserwant (1 część parafiny i 10 części oleju wazelinowego miesza się i sterylizuje przez 45 minut przez ogrzewanie we wrzącej łaźni wodnej), 5% roztwór soli kuchennej, dodatkowo głęboko zamraża w stosuje się ciekły azot itp. W konserwantach i w niskiej temperaturze narządy zwierzęce można przechowywać przez jeden miesiąc.

Badania prowadzone są metodami biologicznymi, bakterioskopowymi (mikroskopia świetlna i luminescencyjna), bakteriologicznymi (posiew na pożywki, izolacja czystych kultur i ich identyfikacja), genetyką molekularną (analiza PCR) i immunoserologiczną (RA, RLA, RNGA, RNAt, RNAg). , ELISA). Schemat badania materiału zależy od grupy wrażliwości zwierząt i formy, w jakiej materiał został dostarczony.

małe ssaki, pozyskiwane w naturze za pomocą narzędzi połowowych lub żywe, bada się metodą grupową, łącząc w jednej próbce narządy kilku zwierząt (5-10) tego samego gatunku i złowionych w jednym miejscu.

Do badań pobiera się fragmenty śledziony, wątroby, węzłów chłonnych, krwi lub „wypłukanych” z jamy klatki piersiowej. Materiał badany jest metodami biologicznymi, molekularnymi, genetycznymi i immunoserologicznymi.

Zawiesina narządowa służy do zakażenia zwierząt w testach biologicznych oraz do wykrywania antygenów i DNA czynnika wywołującego tularemię. Surowica krwi lub „przemycia” z jamy klatki piersiowej są badane pod kątem obecności przeciwciał przeciwko czynnikowi wywołującemu tularemię.

Zwłoki zwierząt które padły w naturze, padły w laboratorium lub zwierzęta, u których podczas sekcji zwłok stwierdzono zmiany patologiczne i anatomiczne charakterystyczne dla tularemii, poddawane są indywidualnym badaniom. Fragmenty śledziony, wątroby, nerek, węzłów chłonnych, szpiku kostnego badane są metodami biologicznymi, bakteriologicznymi, genetycznymi molekularnymi i immunoserologicznymi.

W warunkach ustalonego stanu epizootycznego, badając zwierzęta z pierwszej grupy, można ograniczyć się do wysiewu narządów na pożywki i bakterioskopii wymazów z narządów, część z nich przetrzymując w chłodzie do czasu uzyskania wyników badań. W wątpliwych przypadkach uciekaj się do metody biologicznej. Zwierzęta z drugiej i trzeciej grupy są bezbłędnie badane metodą biologiczną.

Prawdopodobieństwo wykrycia czynnika sprawczego tularemii w narządach zwierząt z pierwszej grupy podczas badania mikroskopowego (lepiej jest użyć mikroskopii fluorescencyjnej) jest znacznie wyższe niż podczas bakterioskopii wymazów z narządów zwłok zwierząt z drugiej grupy .

Zwierzęta(bydło, świnie, owce, renifery) to gatunki niewrażliwe na tularemię (grupa trzecia). W ich badaniach stosuje się głównie metody immunoserologiczne (RA, RNGA, ELISA), rzadziej - test śródskórny z tularyną. Metody bakteriologiczne i biologiczne stosuje się tylko przy badaniu zwierząt martwych, ubitych lub chorych. Zbadaj przede wszystkim węzły chłonne i śledzionę. W badaniu serologicznym należy wziąć pod uwagę możliwość wykrycia reakcji krzyżowych z Brucellą i florą bakteryjną jelit zwierząt. Zaleca się przetestowanie surowic zwierząt domowych w co najmniej dwóch testach serologicznych. Pozytywne reakcje w RNGA należy monitorować w RTGA.

Pellety ptaków drapieżnych i odchody ssaków drapieżnych zaleca się studiowanie indywidualnie. Śmierć drobnoustroju tularemii w granulkach i odchodach następuje szybko (w pierwszym dniu; w ujemnych temperaturach, być może wolniej), dlatego badania biologiczne i bakteriologiczne tego materiału są nieodpowiednie. Próbki osadów i ściółki służą do poszukiwania antygenu czynnika wywołującego tularemię metodami immunoserologicznymi oraz DNA metodą PCR.

Owady wysysające krew i inne bezkręgowce są badane metodą grupową, owady lub bezkręgowce tego samego gatunku (rodzaju) i pobierane z tego samego miejsca łączy się w jedną próbkę.

Dorosłe kleszcze ixodid łączą do 50 osobników.

Larwy łączy się w 100-200 osobników, nimfy w 50-100 osobnikach, w zależności od stopnia ich otłuszczenia. Mycie larw i nimf kleszczy ixodid w alkoholu nie jest przeprowadzane, ponieważ. może to uszkodzić analizę.

Pchły, roztocza gamasid, wszy są sortowane według gatunku (rodzaju), a także gatunku zwierząt, od których zostały zebrane, umieszczane w sterylnych probówkach, a następnie poddawane obróbce w taki sam sposób jak larwy i nimfy kleszczy iksodowatych .

Wysysające krew owady muchówki są uśmiercane oparami eteru w celu ograniczenia mobilności. U gzów kończyny i skrzydła są wstępnie odcięte, komary i muszki są badane jako całość. Jedna analiza obejmuje do 25-50 gzów lub do 100 komarów lub do 250 muszek.

Hydrobionty - chruściki, obunogi, rozwielitki, cyklopy i inne przed badaniem są myte w kilku porcjach wody i 1-2 porcjach sterylnej wody destylowanej. U zwierząt z osłonami lub muszlami te ostatnie są usuwane, jeśli to możliwe. Zwierzęta łączy się w grupy po 5-10-50 osobników, w zależności od wielkości poszczególnych gatunków.

Wykrywanie drobnoustroju tularemii lub jego DNA u bezkręgowców jest najskuteczniejsze przy użyciu metody biologicznej i PCR. Test IC umożliwia również wykrycie swoistego antygenu LPS tularemii.

Próbki wody(100-200 ml) pobierane są z różnych zbiorników: rzek, strumieni, stawów, jezior, bagien, studni itp. Najskuteczniejsze badanie wody w nazwach bagiennych ognisk tularemii zimą. Próbki pobiera się w zacienionym miejscu, na głębokości 10-20 cm od powierzchni stojącej lub nisko płynącej wody. Z każdego punktu należy pobrać 2 próbki. Próbki pobierane są w siedliskach zwierząt (w pobliżu stołów do karmienia, nor, szałasów bobrów czy piżmaków). Do zagęszczania patogenu stosuje się filtrację, wirowanie, sorbenty magnetyczne i inne metody. Do badania stosuje się metodę biologiczną (biała mysz wstrzykuje się podskórnie do 1 ml, a świnka morska - do 5 ml wody), molekularne metody genetyczne i immunoserologiczne mające na celu wykrycie DNA i antygenów czynnika sprawczego tularemia.

Wystąpił błąd

Płatność nie została zrealizowana z powodu błędu technicznego, środki z Twojego konta
nie zostały odpisane. Spróbuj odczekać kilka minut i powtórzyć płatność ponownie.

Wiwarium jest ważną częścią instytutów badawczych, laboratoriów i innych instytucji, w których prowadzone są badania na zwierzętach. Piwnica lub nieodpowiednie pomieszczenia (szopy, aneksy itp.) O dużej wilgotności i przeciągach są całkowicie nieodpowiednie do wiwarium. Budynek wiwarium, a także chlewni dla zwierząt hodowlanych należy wybudować na wzniesieniu i suchym miejscu, z przylegającą do niego działką. Wiwarium powinno mieć wystarczającą ilość światła słonecznego, teren przylegający do lokalu powinien być chroniony przed wiatrem. Terytorium wiwarium otoczone jest pustym płotem; Obudowy rozmieszczone są w bezpośredniej bliskości sali głównej.

Budynek wiwarium składa się z pomieszczeń głównych, w których trzymane są zwierzęta laboratoryjne, oraz pomieszczeń pomocniczych. W każdym pomieszczeniu wiwarium powinny znajdować się zwierzęta tego samego gatunku. Z reguły duże zwierzęta laboratoryjne (małpy, psy) są trzymane w różnych pomieszczeniach, a koty są trzymane osobno. Małe zwierzęta (świnki morskie, szczury, myszy) są zwykle umieszczane w tym samym pomieszczeniu. Psy i króliki można trzymać na zewnątrz, w klatkach pod baldachimem lub w wolierach.

Ważną i niezbędną częścią wiwarium są pomieszczenia gospodarcze: kuchnia, pokój socjalny, kwarantanna, izolatka, pralnia. Kuchnia do przygotowania paszy wyposażona jest w kuchenkę i lodówkę z doprowadzeniem ciepłej i zimnej wody. Kuchnia znajduje się w tym samym budynku wiwarium obok spiżarni na żywność. Pomieszczenie obsługi wyposażone jest w indywidualne szafki do przechowywania kombinezonów i specjalnego obuwia. Do niego powinna przylegać kabina prysznicowa dla personelu wiwarium. Wszystkie zwierzęta wchodzące do wiwarium trafiają do oddziału głównego dopiero po przejściu kwarantanny. Pomieszczenie kwarantanny musi być odizolowane i posiadać wszystko, co niezbędne do opieki nad zwierzętami. Do tego niezbędne jest pomieszczenie izolacyjne dla chorych lub podejrzanych zwierząt laboratoryjnych, a także pomieszczenie do sekcji zwłok. Przewidziano pomieszczenie do mycia, dezynfekcji i suszenia klatek i innego wyposażenia wiwarium oraz kombinezonów dla pracowników. Wiwarium powinno mieć spalarnię i wannę do kąpieli zwierząt.

Istotną częścią wiwarium jest klinika dla zwierząt. Zwykle psy są umieszczane w klinice po operacjach; są w nim, dopóki nie wyjdą z poważnego stanu po interwencji. Klinika jest wyposażona w specjalne komórki lub komórki zwykłego typu; powinna mieć ciepłą i zimną wodę, gaz, apteczkę z niezbędnymi lekami dla zwierząt karmiących. W zależności od charakteru prowadzonych badań klinika wyposażona jest w specjalne maszyny do mocowania zwierząt.

Podłogi wiwarium, a zwłaszcza pomieszczenia głównego, muszą być wodoszczelne i pochyłe w kierunku kanalizacji. Podłogi wyłożone są plastikiem, płytkami z metlaku, betonowane lub w skrajnych przypadkach asfaltowane. Ściany do wysokości 2 m od podłogi pokryte glazurą, tworzywem sztucznym lub pomalowane farbą olejną. Kanalizacja powinna mieć szerokie odpływy, aby uniknąć zatkania, przykryte metalową kratką. Ścieki należy zneutralizować przed wejściem do kanalizacji publicznej.

W pomieszczeniach wiwarium oprócz wentylacji naturalnej (okna, rygle, okna otwierane) umieszczona jest wentylacja nawiewno-wywiewna z wielokrotną wymianą powietrza. Ogrzewanie wiwarium powinno być centralne, konieczne jest zapobieganie pojawianiu się wilgoci i utrzymywanie temperatury w granicach 12-18°.

W zależności od profilu instytucji badawczej (chirurgia eksperymentalna, fizjologia normalna i patologiczna, mikrobiologia, toksykologia itp.) przy planowaniu wiwarium należy zapewnić niezbędne specjalne dodatkowe pomieszczenia. W niektórych przypadkach do trzymania zwierząt laboratoryjnych zakażonych kulturami patogenów szczególnie groźnych zakażeń i substancji promieniotwórczych przeznaczane są wydzielone pomieszczenia, z salą operacyjną przy każdym z tych pomieszczeń. W każdym pomieszczeniu powinna znajdować się lodówka oraz niezbędny sprzęt do zarażania zwierząt i preparowania zwłok.

Wiwarium powinno być prowadzone przez specjalistę od zwierząt hodowlanych przeszkolonego w hodowli zwierząt laboratoryjnych.

Psy. Gdy psy są trzymane w klatkach w głównej części wiwarium, nie powinno być tłoku, ponieważ stwarza to niekorzystne warunki sanitarno-epidemiologiczne z niebezpieczeństwem szybkiego rozprzestrzenienia się infekcji na dużą grupę zwierząt. Psy najlepiej umieszczać w oddzielnych małych pomieszczeniach z urządzeniem w każdym z nich 5-6 klatek.

W przypadku konieczności zbierania moczu, psy umieszcza się w tzw. klatkach wymiennych, których podłoga składa się z siatki i ruchomej tacy z odpływem.

Psy z cichym szczekaniem. Ponieważ utrzymanie dużej liczby psów wiąże się z pewnymi trudnościami ze względu na hałas wytwarzany przez szczekające zwierzęta, w niektórych przypadkach uciekają się one do podwiązania nerwów nawracających w szyi po obu stronach, w wyniku czego struny głosowe są odnerwione, a psy tracą zdolność szczekania.

Technika działania. Zwierzęta operuje się w znieczuleniu morfinowym z dodatkiem znieczulenia miejscowego (0,5 lub 0,25% roztwór nowokainy) lub w znieczuleniu eterowym. Nacięcie skóry o długości 8-10 cm wykonuje się wzdłuż linii środkowej szyi od dolnej krawędzi chrząstki tarczycy w dół. Przeciąć powięź razem z mięśniem skóry szyi. Oba mięśnie mostkowo-gnykowe są tępo rozdzielone, lewy mięsień jest wypchnięty na zewnątrz (ryc. 1). Roztwór nowokainy wstrzykuje się do tkanki między lewym mięśniem mostkowo-gnykowym a tchawicą. Nawracająca gałąź nerwu błędnego przechodzi w wąskiej szczelinie między tchawicą a przełykiem i przylega do tylno-bocznej powierzchni tchawicy. Nerw znajduje się w tkance na poziomie 6-10 pierścienia tchawicy, wprowadza się do rany tępym hakiem i krzyżuje lub wycina na 1 cm Haki są usuwane i lewy mięsień mostkowo-gnykowy jest umieszczany na miejscu. W ten sam sposób po prawej stronie krzyżuje się nawracająca gałąź nerwu błędnego. Należy wziąć pod uwagę, że na poziomie górnych pierścieni tchawicy nawracająca gałąź nerwu błędnego dzieli się na gałęzie końcowe i przyjmuje luźny typ. Podczas operacji nie można przekroczyć wszystkich małych gałęzi nerwowych, a operacja może nie dać pożądanego rezultatu.

U psów po przecięciu nerwów nawracających obserwuje się niewydolność oddechową, co czyni je nieprzydatnymi do złożonych operacji doświadczalnych (L.M. Nagibin i in., 1967; N.A. Super i in., 1967).

koty. Trzymanie kotów w wiwarium jest trudne, ponieważ nie tolerują one klatek. Dla kotów przeznaczają specjalne pomieszczenie, w którym mają swobodę poruszania się. W tych warunkach mogą długo żyć w wiwarium. Pomieszczenie powinno być jasne, ciepłe, dobrze wentylowane, z półkami do siedzenia dla kotów. Na podłodze pokoju znajduje się latryna, czyli skrzynia wypełniona suchym piaskiem, torfem, trocinami. Szufladę należy często czyścić, zapach w pomieszczeniu można wyeliminować nadmanganianem potasu.

Króliki i małe zwierzęta laboratoryjne. Zwierzęta trzymane są w klatkach umieszczonych na stojakach zamontowanych w formie baterii lub w zestawach klatek umieszczonych na kołach. Klatki są instalowane na stojakach w odległości 30-50 cm od ścian, dolny rząd komórek powinien znajdować się 50-70 cm od podłogi. Pomiędzy regałami pozostawiono przejście o długości co najmniej 1 m. Podłogi ogniw na regałach lub bateriach są odizolowane od siebie wodoodpornym materiałem, co wyklucza przedostawanie się odchodów do ogniw znajdujących się poniżej.

W zależności od rodzaju zwierzęcia zaleca się następujące rozmiary komórek (V.N. Ivanov, 1967): dla myszy (10-20 zwierząt) - 200X300X150 mm, dla szczurów (10-15 zwierząt) - 334X450X200 mm, dla świnek morskich (5- 10 zwierząt) - 486X450X200 mm, dla królików (1-2 w zależności od wieku i rasy) - 486X450X300 mm.

Ogniwa wykonane są z różnych materiałów: cyny, drutu, stali,
sklejka, plastik itp. Muszą być trwałe i ekonomiczne, łatwe w utrzymaniu czystości, odporne na środki dezynfekujące i obróbkę cieplną. Klatki ze stali nierdzewnej są najbardziej odpowiednie do pracy z izotopami promieniotwórczymi.

Ryż. 1. Operacja izolowania i przecinania gałęzi nerwów nawracających w celu wytworzenia cichego szczekania u psów.
1-lewy płat tarczycy; 2 - wiekowa gałąź nerwu błędnego; 3 - lewy mięsień mostkowo-gnykowy (narysowany hakiem); 4 - przełyk; 5-tchawica.

Pomieszczenie, w którym znajdują się klatki ze zwierzętami powinno być dobrze wentylowane, wilgotność względna powietrza powinna zawierać się w granicach 40-45%. Nawet w obecności wentylacji nawiewno-wywiewnej, w celu zmniejszenia zawartości amoniaku i odchodów zwierzęcych w powietrzu, zaleca się stosowanie podsypki torfowej lub trocin z dodatkiem superfosfatu. Proces zbierania komórek można zautomatyzować; czyszczenie odbywa się 1-2 razy dziennie.

Na przedniej ścianie klatki zainstalowany jest karmnik, automat do picia i zawieszony jest znak, na którym wprowadza się podstawowe dane o zwierzęciu, rodzaj interwencji chirurgicznej itp.

Króliki i świnki morskie są często trzymane poza wiwarium. W tym celu wykorzystuje się komórki, umieszczając je na kilku poziomach pod wspólnym dachem. Pomieszczenia zewnętrzne przyczyniają się do hodowli zdrowych, bardziej odpornych na różne choroby królików i są najczęściej spotykane w szkółkach.

Temat 4. Wykorzystanie zwierząt laboratoryjnych w badaniach diagnostycznych. Cele wykorzystania zwierząt laboratoryjnych w wirusologii

Zadanie na następną lekcję

Podsumowanie lekcji

Zadania

1. Znajdź pod mikroskopem świetlnym w preparatach i narysuj:

a) cytoplazmatyczne ciałka inkluzyjne;

b) wewnątrzjądrowe ciałka inkluzyjne;

c) wiriony wirusa ospy barwione według Morozova.

2. Zapoznaj się z urządzeniem i zasadą działania mikroskopu elektronowego.

3. Dekodować mikrografie elektronowe wirionów różnych wirusów (podać ich schematyczny rysunek).

Samodzielna praca studentów

Studenci zapoznają się z urządzeniem mikroskopu świetlnego, luminescencyjnego i elektronowego (w laboratorium), rysują schemat budowy mikroskopu elektronowego. Zapoznaj się z przygotowaniem preparatów do mikroskopii elektronowej. Obejrzyj gotowy produkt w mikroskopie fluorescencyjnym. Narysuj schemat bezpośredniej i pośredniej metody RIF.

Pytania testowe:

1. Urządzenie mikroskopu elektronowego.

2. Metody przygotowania preparatów do oglądania w mikroskopie elektronowym.

3. Mikroskopia fluorescencyjna (RIF) metody bezpośrednie i pośrednie.

4. Znaczenie mikroskopii elektronowej i luminescencyjnej w badaniach wirusologicznych.

Cel lekcji: zapoznanie studentów z wymaganiami dotyczącymi rodzajów zwierząt laboratoryjnych, ich kwarantanny, utrzymania, żywienia, znakowania.

Sprzęt i materiały: zestaw narzędzi w sterylizatorze (nożyczki, igły, strzykawki, pęsety, kleszcze), zwierzęta laboratoryjne, waciki nasączone alkoholem do znakowania farb, eter, ksylen, sprzęt multimedialny, plakaty i prezentacje MS Office PowerPoint na temat lekcji.

Wyjaśnienie nauczyciela: Większość wirusów z różnych grup taksonomicznych można odróżnić od siebie na podstawie patogenności dla zwierząt laboratoryjnych różnych gatunków lub w różnym wieku.

4.1 Rodzaje zwierząt laboratoryjnych. Najszerzej stosowane w laboratoriach wirusologicznych są myszy, białe szczury, króliki, świnki morskie, chomiki i kurczaki. U młodych myszy eksperymentalnie rozmnaża się grypę, infekcje alfa i flawiwirusowe, pryszczycę (u nowonarodzonych myszy) itp. Są one podatne na wiele wirusów, są łatwe w rozmnażaniu i wygodne w pracy. Lepiej jest używać myszy z linii wsobnych, ponieważ reagują prawie tak samo na konkretnego wirusa. Szczury tworzą również linie wsobne, ale zwierzęta te są bardziej odporne na niektóre infekcje wirusowe niż myszy. Onkogenność niektórych wirusów jest szeroko badana u złotych chomików. Do eksperymentów wirusologicznych zwykle używa się gładkowłosych świnek morskich o wadze 250-300 g.

Zakażenie jest czasem badane u zwierząt kilku gatunków o różnej podatności na dany wirus, co umożliwia odróżnienie wirusów powodujących klinicznie podobne objawy choroby (na przykład pryszczyca, pęcherzykowe zapalenie jamy ustnej, osutka pęcherzykowa i pęcherzykowata). choroba świń).

Zgodnie z cechami genetycznymi zwierząt laboratoryjnych podzielono na cztery grupy:

1) zwierzęta mieszanego pochodzenia pochodzące od różnych hodowców, takie zwierzęta są niejednorodne;

2) zwierzęta pozyskane bezpośrednio z tego samego źródła, ale zwierzęta te są genetycznie zmienne;

3) linie wsobne zwierząt. Uzyskuje się je poprzez krycie brata z siostrą lub rodziców z dziećmi w wieku co najmniej 20 pokoleń. Dzięki tej metodzie hodowli osiąga się coraz większy stopień homozygotyczności.

4) mieszańce jednorodne F 1 . Wysoki stopień heterozygotyczności charakterystyczny dla każdej hybrydy jest tu związany z jednolitością genetyczną, która odpowiada stopniowi homozygotyczności linii rodzicielskich. Z reguły jednolite hybrydy F 1 są mniej zmienne niż obie linie rodzicielskie. Zwierzęta-mutanty mają oddzielnie wyrażony czynnik dziedziczny, co powoduje widoczne odchylenie od normalnej postaci.

Negatywną stroną izolacji wirusa u zwierząt laboratoryjnych jest możliwość popełnienia błędów diagnostycznych z powodu aktywacji utajonego nosiciela wirusa. W tym przypadku rozwój objawów choroby po wprowadzeniu materiału nie jest konsekwencją działania wprowadzonego wirusa, ale wynikiem samego zabiegu, który narusza poprzednią równowagę w organizmie. W tym czasie pojawia się wirus lub inny czynnik zakaźny, który utrzymuje się w ciele przez długi czas. Wyrażają to ostre objawy neurologiczne (zwroty wzdłuż długiej osi ciała).

Obecność utajonej infekcji wirusowej może również wyrażać się zmniejszeniem lub zanikiem wrażliwości zwierząt na badanego wirusa z powodu zjawiska interferencji. Możliwy jest również efekt odwrotny, a mianowicie zjawisko synergizmu w działaniu wirusów, które czasami daje wyniki trudne do prawidłowej interpretacji.

W przypadku niektórych prac wirusologicznych, na przykład przy izolowaniu wirusa o nieznanych właściwościach patogennych, konieczne jest użycie gnotobiotów. Termin „gnotobioty” łączy w sobie dwie kategorie zwierząt: niedrobnoustrojowe (sterylne), nie zawierające żadnych żywych drobnoustrojów oraz gnotofory - nosiciele jednego (monognotofory), dwóch (dignotofory) lub więcej (polignotofory) mikroorganizmów. Obecnie zwierzęta wolne od drobnoustrojów dzielą się na trzy grupy według dynamiki wzrostu: I - małpy, prosięta, kurczęta rosną lepiej niż zwykłe zwierzęta lub na równi z nimi; II - szczury, myszy, psy, koty rosną na równi ze zwykłymi zwierzętami; III - świnki morskie, króliki, koźlęta, jagnięta rosną gorzej niż zwykłe zwierzęta.

Ptaki sterylne uzyskuje się poprzez inkubację jaj ze sterylną skorupką w sterylnym inkubatorze, zwierzęta laboratoryjne – przez cięcie cesarskie lub histerektomię. Trzymaj zwierzęta w sterylnych izolatkach. Powietrze, woda i pasza muszą być sterylne.

Szczególne znaczenie wśród gnotobiotów mają zwierzęta SPF (Specific patogen free), które są wolne jedynie od patogennych mikroorganizmów. W ich organizmie znajdują się wszystkie niezbędne do normalnego życia bakterie i wirusy, które razem tworzą grupę tzw. mikroflory rezydentnej (użytecznej). Obecnie uzyskano laboratoryjne zwierzęta SPF - szczury, świnki morskie, króliki, prosięta, ptaki itp.

4.2 Cele wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Obecnie zwierzęta laboratoryjne są wykorzystywane w wirusologii do:

- wykrycie wirusa w materiale patologicznym;

- pierwotna izolacja wirusa z materiału patologicznego;

- nagromadzenie masy wirusowej;

– utrzymywanie wirusa w laboratorium w stanie aktywnym;

– miareczkowanie wirusa;

- uzyskanie surowic hiperimmunizacyjnych;

– jako obiekt badań w reakcji neutralizacji.

W wirusologii używa się królików, świnek morskich, białych szczurów, białych myszy, złotych chomików. Jednak tylko niektóre wirusy mogą być hodowane u zwierząt tych gatunków. W wielu przypadkach do tych samych celów wykorzystuje się inne zwierzęta wrażliwe na tego wirusa: kurczęta, gołębie, kocięta, szczenięta itp. Tak więc test biologiczny w diagnostyce ospy ptasiej przeprowadza się na kurczętach, ospie owiec na owcach, pomoru świń na loszki.

4.3 Wymagania dla zwierząt laboratoryjnych. Przy kompletowaniu grup zwierząt do badań wirusologicznych muszą być spełnione następujące wymagania:

- zwierzę musi być podatne na tego wirusa;

– jego wiek ma ogromne znaczenie dla rozwoju wielu wirusów. Większość wirusów lepiej namnaża się w organizmie młodych, a nawet nowonarodzonych zwierząt. Na przykład myszy ssące są wykorzystywane do testów biologicznych pod kątem wścieklizny i pryszczycy, a kury są wykorzystywane do testów na zapalenie krtani i tchawicy u ptaków. Jednocześnie jednak zarażenie dorosłych królików wirusem choroby Aujeszky'ego prowadzi do pojawienia się uderzających i specyficznych objawów klinicznych choroby;

- czułość standardową osiąga się wybierając zwierzęta w określonym wieku i identycznej wadze;

– zwierzęta laboratoryjne muszą być zdrowe. Zwierzęta wchodzące do wiwarium laboratorium wirusologicznego muszą być przywiezione z fermy wolnej od chorób zakaźnych. Są trzymane w izolacji, czyli w kwarantannie (białe myszy i szczury przez 14 dni, a inne zwierzęta przez 21 dni). W tym okresie zwierzęta są codziennie monitorowane. W przypadku podejrzenia choroby zakaźnej zwierzęta poddaje się badaniom laboratoryjnym. W przypadku stwierdzenia choroby zakaźnej wśród zwierząt cała przychodząca partia zostaje zniszczona.

4.4 Utrzymanie zwierząt laboratoryjnych. Wiwarium dla zwierząt laboratoryjnych powinno posiadać pomieszczenie dla zwierząt głównych, myjnię (z boksem, suszarnią i sterylizatornią), kuchnię do przygotowywania posiłków z co najmniej jednym stołem przystosowanym do przygotowywania posiłków oraz lodówkę na produkty łatwo psujące się, spiżarnię, sala operacyjna, szatnia i zaplecze sanitarne dla personelu. Pomieszczenia muszą być czyste. Ściany i podłogi są łatwe do dezynfekcji. Zapasy żywności należy przechowywać w specjalnych pomieszczeniach. W miejscach, w których trzymane są zwierzęta doświadczalne, pożądane jest posiadanie higrometru i termometru.

Myszy, szczury, chomiki i świnki morskie podczas eksperymentu zaleca się trzymać w szklanych słojach z pokrywką wykonaną z siatki drucianej lub perforowanej blachy. Dzięki temu łatwiej jest mieć na nie oko, a słoiki są łatwe w czyszczeniu i dezynfekcji. Możesz trzymać zwierzęta w metalowych klatkach, które są również łatwe do dezynfekcji.

Jako ściółkę wykorzystuje się materiały, które pochłaniają wilgoć i mogą być wykorzystywane przez zwierzęta do budowy gniazda: wióry dla myszy, szczurów, chomików, świnek morskich, fretek, kurczaków; trociny dla dużych myszy, szczurów, chomików, fretek, kurczaków; słoma dla chomików, świnek morskich, królików, psów, kurczaków; plewy dla myszy, szczurów; siano dla myszy, szczurów, chomików, fretek, kurczaków; piasek z kurczaka. Należy używać ściółki, która generuje jak najmniej pyłu, ponieważ ten ostatni może prowadzić do chorób układu oddechowego. Każda ściółka musi być wstępnie sterylizowana w temperaturze 100°C przez 30 minut.

Pomieszczenia dla zwierząt laboratoryjnych są okresowo dezynfekowane, zwłaszcza przed umieszczeniem nowej partii zwierząt. Dotyczy to również artykułów do pielęgnacji zwierząt (łopaty, skrobaki, wiechy itp.), które mają kontakt z obornikiem i różnymi odpadami z terenu. Po zakończeniu każdego eksperymentu komórki należy poddać działaniu roztworów dezynfekujących, które należy poprzedzić oczyszczeniem zarówno komórek, jak i pomieszczenia.

Naczynia na żywność i wodę są codziennie zwilżane roztworem dezynfekującym, po czym są myte i spłukiwane czystą wodą. Pomieszczenia są traktowane 1% roztworem wodorotlenku sodu, który jest używany w ciągu dnia. Dezkovriki impregnowane świeżym roztworem co 2 dni. Do dezynfekcji artykułów pielęgnacyjnych, mycia podłóg i naczyń zaleca się użycie 3% roztworu chloraminy, który należy zaaplikować w ciągu 2 h. W wiwarium należy zniszczyć szkodniki: muchy, komary, pchły, kłąb, kleszcze, wszy, mrówki, myszy, szczury.

Zwierzęta laboratoryjne są umieszczane w taki sposób, aby z jednej strony zapewnić funkcjonowanie wszystkich układów organizmu w normie fizjologicznej, z drugiej wykluczone jest wzajemne ponowne zarażenie i rozprzestrzenianie się infekcji poza wiwarium. Zwierzęta trzymane są w wiwarium z uwzględnieniem ich fizjologicznych potrzeb na światło i temperaturę. Tak więc myszy, szczury potrzebują zmierzchu i temperatury powietrza około 20 ° C, świnki morskie, króliki i kurczaki potrzebują światła dziennego i odpowiednio temperatur w zakresie 16–23, 14–18 i nie niższych niż 0 ° C. Gęstość obsady powinna wynosić około 1 g masy zwierząt laboratoryjnych na 1 cm 2 dna klatki. Zwierzęta mają zapewnione regularne i pełne karmienie oraz stałą wodę pitną.

Jeśli istnieje tylko jedno wiwarium, zarażone zwierzęta trzyma się w izolacji od zdrowych, a od tych drugich rozpoczyna się czyszczenie i karmienie. Do opieki nad zakażonymi zwierzętami stosuje się oddzielny sprzęt i karmniki. Lepiej mieć dwa wiwaria: do trzymania zdrowych i zarażonych zwierząt.

Podczas pracy w wiwarium asystenci noszą kombinezony: szlafrok, gumowe rękawiczki, fartuch i nieprzemakalne buty. W wiwarium inwentarz jest codziennie dezynfekowany, a mycie na mokro odbywa się za pomocą środków dezynfekujących. Pod koniec eksperymentu komórki są dezynfekowane, martwe zwierzęta unieszkodliwiane przez wypalanie w piecach lub przez autoklawowanie.

Do grupy doświadczalnej wybiera się zwierzęta o tej samej wadze, temperaturze, składzie krwi itp. Od tego w dużej mierze zależy powodzenie izolacji, miareczkowania i pasażowania wirusa. Uwzględnia to podatność zwierząt na różne wirusy. Wybrane zwierzęta są oznakowane, rozmieszczane w słojach lub klatkach, odnotowuje się datę eksperymentu, jego numer, dawkę zakażającą lub profilaktyczną leku oraz, jeśli to konieczne, sposób oznakowania zwierząt. To ostatnie jest ważne, gdy zwierzęta z kilku grup znajdują się w tym samym słoiku lub klatce.

Tabela 1

Waga zwierząt w różnym wieku

RD-APK 3.10.07.02-09

MINISTER ROLNICTWA
FEDERACJA ROSYJSKA

Moskwa 2009

Opracował: dr hab. s.-x. Nauki, sztuka. naukowy współpracownik PN dr Winogradow technika Nauki S.S. Szewczenko, O.L. Siedow, E.S. Garafutdinova, M.F. Malygin (SPC „Giproniselkhoz”); dr weterynarz. nauk ścisłych, prof. W.G. Tyurin (GNU VNIIVSGE)

WPROWADZONE: SPC „Giproniselkhoz”.

ZATWIERDZONE I WPROWADZONE W ŻYCIE: Wiceminister Rolnictwa Federacji Rosyjskiej A.I. Bielajew 1 grudnia 2009 r.

ZAPROJEKTOWANY PO RAZ PIERWSZY.

Data wprowadzenia 15.12.2009

1. Postanowienia ogólne

1.1. Niniejsze wytyczne dotyczą wszystkich organizacji badawczych i instytucji edukacyjnych kompleksu rolno-przemysłowego Rosji, niezależnie od ich formy organizacyjnej i prawnej, wykorzystujących w swojej pracy zwierzęta laboratoryjne (doświadczalne, eksperymentalne).

Zgodnie z ustawą federalną „O przepisach technicznych” (przyjętą przez Dumę Państwową w dniu 15 grudnia 2002 r. i zatwierdzoną przez Radę Federacji w dniu 18 grudnia 2002 r.), Do czasu przyjęcia odpowiednich przepisów, przepisów technicznych w zakresie podejmowania środki weterynaryjne i sanitarne są przeprowadzane zgodnie z ustawą Federacji Rosyjskiej „O medycynie weterynaryjnej (zatwierdzona 14 maja 1993 r., Nr 4979-1).

1.2. Wytyczne dotyczą zarówno nowoprojektowanych obiektów do trzymania i pracy ze zwierzętami laboratoryjnymi – eksperymentalnych klinik biologicznych, wiwariów itp., jak i istniejących i zrekonstruowanych.

1.3. Obiekty do trzymania i pracy ze zwierzętami laboratoryjnymi są jednostkami wsparcia naukowego organizacji badawczych, placówek oświatowych i są tworzone do trzymania i, w razie potrzeby, hodowli zwierząt laboratoryjnych wykorzystywanych w pracach doświadczalnych i badaniach. W tych placówkach można również prowadzić samodzielne opracowywanie poszczególnych zagadnień naukowych.

1.4. Określone w niniejszych wytycznych normy i wymagania dotyczące projektowania, budowy i eksploatacji obiektów do trzymania zwierząt laboratoryjnych mają na celu zapewnienie bezpieczeństwa personelu pracującego ze zwierzętami oraz populacji ogólnej przed wystąpieniem antropozaonoz i innych chorób.

1.5. Opracowanie, koordynacja, zatwierdzenie i opracowanie dokumentacji projektowej budowy obiektów do trzymania zwierząt laboratoryjnych odbywa się zgodnie z wymaganiami SNiP 11.01-2003.

1.6. Obiekt do trzymania zwierząt laboratoryjnych (zwany dalej wiwarium) znajduje się w oddzielnym budynku (kompleksie budynków) lub na górnych piętrach budynków laboratoryjnych państwowych instytucji naukowych weterynaryjnych, a także na terenie instytucji edukacyjnych.

1.7. Wiwaria powinny być zaopatrzone w wodę pitną, w tym ciepłą, elektryczną, wyposażone w kanalizację (rury o średnicy co najmniej 100 mm), wentylację nawiewno-wywiewną, ogrzewanie, alarmy bezpieczeństwa i przeciwpożarowe oraz dogodne drogi dojazdowe.

1.8. Odległość między oddzielnym budynkiem wiwarium a obiektami instytucji badawczych, do których należy to wiwarium, musi wynosić co najmniej odległość przerw przeciwpożarowych ustalona przez obowiązujące przepisy bezpieczeństwa przeciwpożarowego w Federacji Rosyjskiej.

1.9. Oddzielne budynki wiwariów powinny być ogrodzone pustym płotem i oddzielone od części mieszkalnej strefą ochrony sanitarnej. Terytorium powinno być zagospodarowane.

Wymiary strefy ochrony sanitarnej określają wymagania SaNPiN 2.2.1/2.1.1.1200-03.

1.10. Wymiary strefy ochrony sanitarnej dla wiwariów znajdujących się w oddzielnych budynkach administracyjnych, przemysłowych i posiadających wydzielone wyjście są każdorazowo uzgadniane z państwowym organem nadzoru sanitarnego i weterynaryjnego.

2. Skład, wzajemne rozmieszczenie i normy powierzchniowe pomieszczeń wiwarium

2.1. Każde wiwarium powinno zawierać pomieszczenia zaprojektowane zgodnie z obowiązującymi przepisami budowlanymi i przepisami zgodnie z obowiązującymi wymaganiami weterynaryjno-sanitarnymi oraz normami zoohigienicznymi, w tym:

pokój socjalny z indywidualnymi szafkami na kombinezony;

pomieszczenia do przyjmowania i kwarantanny zwierząt nowo wprowadzanych do wiwarium;

izolator;

pomieszczenia do trzymania zwierząt doświadczalnych (oddzielne dla każdego gatunku) lub (w porozumieniu z państwowym nadzorem weterynaryjno-sanitarnym) podzielone na sekcje według gatunku zwierząt;

pomieszczenie sterylizacji lub boks dla badaczy do pracy z niezainfekowanymi zwierzętami, z pomieszczeniem do sekcji zwierząt i chłodnią do tymczasowego przechowywania zwłok;

wyizolowane pomieszczenia do trzymania zwierząt doświadczalnych zakażonych kulturami patogenów szczególnie niebezpiecznych zakażeń lub substancji promieniotwórczych (oddzielnie) z salą operacyjną przy każdym wydzielonym pomieszczeniu z chłodnią i niezbędnym sprzętem do zarażania i preparowania zwierząt;

kuchnia paszowa do przygotowywania paszy (powinna być wyposażona w kuchenkę i lodówkę);

dział dezynfekcji i mycia do mycia gorącą wodą, dezynfekcji i suszenia klatek i innego sprzętu;

magazyn czystych (odkażonych) zapasów zapasowych: klatki, poidła itp.;

blok sanitarny (prysznic i toaleta);

pomieszczenie wyposażone w piec do spalania zwłok zwierząt;

wspólna chłodnia do przechowywania zwłok zwierząt;

magazyn pasz;

magazyn śmieci;

w osobnym pomieszczeniu lub w osobnym budynku - zespół techniczny do klimatyzacji, wentylacji, instalacji elektrycznych i innych specjalnych.

2.2. Każde wiwarium powinno mieć pomieszczenie do przyjmowania przychodzących zwierząt. W wiwariach, w których trzymane są małe gryzonie, przed oddziałem przyjęć instalowany jest izolowany przedsionek, do którego wjeżdża i rozładowuje samochód z przywiezionymi zwierzętami.

Gdy wiwarium znajduje się na wyższych kondygnacjach budynków laboratoryjnych, recepcja i izolowany przedsionek znajdują się na pierwszym piętrze budynku laboratoryjnego i są połączone z wiwarium windą służącą wyłącznie do podnoszenia zwierząt laboratoryjnych.

2.3. Sala recepcyjna to pomieszczenie o powierzchni 12,5 - 18 m2 z oświetleniem naturalnym i sztucznym zgodnie z wymaganiami.

Wysokość wszystkich pomieszczeń wiwarium wynosi 3 - 3,5 m.

2.4. Pomieszczenie kwarantanny składa się z kilku izolowanych pomieszczeń o powierzchni 12,5 - 18 m2 i jest odizolowane od pomieszczeń, w których przebywają zwierzęta, które przeszły kwarantannę i przyszły na eksperymenty.

2.5. Do pomieszczeń kwarantanny przylega izolatka dla chorych zwierząt oraz zwierząt z podejrzeniem choroby. Pomieszczenia izolatek są podobne do pomieszczeń kwarantanny.

2.6. Pomieszczenia przeznaczone do trzymania zwierząt doświadczalnych mogą prowadzić do jednego wspólnego korytarza lub znajdować się pomiędzy dwoma korytarzami i mieć wyjścia do każdego z nich. Przy układzie jednokorytarzowym usługi „brudne” i „czyste” znajdują się na różnych końcach korytarza.

W systemie dwukorytarzowym pasza, zwierzęta poddane kwarantannie docierają jednym korytarzem („czystym”), pracownicy wchodzą w czystych kombinezonach i wymiennych butach przed rozpoczęciem pracy ze zwierzętami. W innym („brudnym”) korytarzu usuwa się niezjedzoną paszę i obornik, wyprowadza zwłoki zwierząt, pracownicy wychodzą po pracy ze zwierzętami.

Jeśli nie jest możliwe odizolowanie przepływów „brudnych” i „czystych”, wolno używać tego samego pomieszczenia do takiego lub innego celu, pod warunkiem, że jest ono dezynfekowane za każdym razem po przejściu przez nie „brudnego” strumienia.

2.7. Powierzchnia pomieszczeń do trzymania niektórych rodzajów zwierząt doświadczalnych wynosi 12,5 - 18 m2; powierzchnię pomieszczeń do trzymania zwierząt doświadczalnych, podzieloną na sekcje, określa się na podstawie obliczeń.

2.8. Powierzchnia sterylizatorni lub skrzynki do pracy badaczy z niezainfekowanymi zwierzętami jest określana na podstawie obliczeń, w oparciu o specyfikę proponowanej pracy.

2.9. Powierzchnie izolowanych pomieszczeń do pracy ze zwierzętami doświadczalnymi zakażonymi patogenami szczególnie groźnych zakażeń oraz do pracy ze zwierzętami doświadczalnymi skażonymi substancjami promieniotwórczymi, a także powierzchnie sal operacyjnych w każdym izolowanym pomieszczeniu określa się obliczeniowo, na podstawie warunki technologicznego i specjalnego sprzętu używanego do przeprowadzania niezbędnych manipulacji.

2.10. Całkowita powierzchnia pomieszczeń zajętych przez kuchnię paszową, dział dezynfekcji i mycia oraz składowanie czystego sprzętu zapasowego powinna wynosić około 50% całkowitej powierzchni pomieszczeń zajmowanych przez zwierzęta (w dużych wiwariach odsetek ten może być nieznacznie zmniejszona).

Kuchnia paszowa składa się z dwóch sąsiadujących ze sobą pomieszczeń przeznaczonych do przetwarzania i przygotowywania pasz. Każdy pokój musi mieć dostęp do korytarza.

Dział dezynfekcyjno-myjący (jedno lub kilka) składa się z dwóch pomieszczeń połączonych przechodnim autoklawem lub przechodnią komorą suchego ogrzewania.

Urządzenie działu dezynfekcji i mycia powinno zapewniać inną kolejność swojej pracy:

w obecności zakażonego materiału - wstępna sterylizacja inwentarza i pościeli z dalszym mechanicznym czyszczeniem tego ostatniego w innym pomieszczeniu;

sterylizacja po mechanicznym czyszczeniu klatek i inwentarza, gdy nie ma niebezpieczeństwa skażonego materiału.

Niezależnie od lokalizacji wiwarium (w osobnym budynku lub na ostatnim piętrze budynku laboratoryjnego) dział dezynfekcji i mycia powinien być wyposażony w zsyp na śmieci do usuwania brudnej ściółki oraz zmechanizowanego podnoszenia materiałów i sprzętu.

Magazyn czystego inwentarza i sprzętu znajduje się obok działu dezynfekcji i mycia.

2.11. Do przechowywania ściółki (wióry, trociny, torf itp.) przeznaczono dwa pomieszczenia: jedno na wysterylizowane i zapakowane w pojemniki używane przez to wiwarium, drugie na składowanie nowo zakupionej ściółki.

2.12. Projektując pomieszczenia wiwarium, należy zapewnić maksymalną izolację:

wszystkie jego pomieszczenia z innych oddziałów wchodzących w skład instytucji badawczej;

pomieszczenia izolatki i kwarantanny z innych pomieszczeń wiwarium;

pomiędzy kuchnią paszową, pomieszczeniami dla zwierząt a działem dezynfekcji i mycia.

2.13. W każdym przypadku powierzchnia zajmowana przez kuchnię paszową, dział dezynfekcji i mycia oraz magazyn czystego inwentarza zapasowego jest ustalana w zależności od używanego sprzętu, stopnia mechanizacji procesów produkcyjnych oraz rodzaju pasz dla zwierząt doświadczalnych.

Wymiary powierzchni powyższych pomieszczeń są wskazane w zadaniu projektowym.

3. Wymagania weterynaryjno-sanitarne i technologiczne dotyczące rozwiązań budowlanych dla pomieszczeń wiwaryjnych i urządzeń inżynierskich

Oprawy i oprawy oświetleniowe typu zamkniętego muszą być dostępne do czyszczenia na mokro.

3.5. Pomieszczenia wiwarium, w których trzymane są zwierzęta laboratoryjne, wyposażone są w wymuszoną wentylację nawiewno-wywiewną, zapewniającą częstotliwość wymiany powietrza oraz warunki temperaturowo-wilgotnościowe zgodnie z danymi podanymi w tabeli. .

Gatunki zwierząt	Temperatura, °С		Wilgotność względna, %		Maksymalne dopuszczalne stężenie w powietrzu
	wahania		wahania		amoniak, mg/l	dwutlenek węgla objętościowo, %
świnki morskie

3.6. Reżim temperatury i wilgotności w innych pomieszczeniach wiwarium należy zapewnić zgodnie z danymi podanymi w tabeli. .

Pokój	Temperatura w zimnym i przejściowym okresie roku, °С	Kurs wymiany powietrza (ilości na godzinę)
1. Dla personelu
2. Do odbioru zwierząt
3. Do badań
4. Mycie-sterylizacja
5. Do eutanazji (eutanazji)
6. Otwarcie
7. Recykling		Według obliczeń
	Zgodnie z normami projektowania technologicznego dla odpowiedniego rodzaju zwierząt, zwierząt, ptaków
Notatki. 1 Wilgotność względna powietrza w pomieszczeniach produkcyjnych określonych w ust. 1 i 3 nie powinna przekraczać 75%, w ust. 2, 4 - 7 - 80% i nie mniej niż 30%. Wilgotność względną powietrza w pomieszczeniach do trzymania zwierząt gospodarskich określają odpowiednie normy (wytyczne) projektu technologicznego. 2 Temperatura powietrza wewnętrznego w pomieszczeniach przemysłowych, z wyjątkiem pomieszczeń do trzymania zwierząt, w okresie ciepłym (przy temperaturze powietrza na zewnątrz 10°C i wyższej) nie powinna być wyższa niż 3°C wyższa niż średnia zewnętrzna temperatura o godzinie 13:00 najgorętszego miesiąca.

3.7. W ciepłym okresie roku należy zapewnić do pomieszczeń naturalny dopływ powietrza z zewnątrz przez otwierane okna.

3.8. Pomieszczenia wymienione w akapicie muszą być wyposażone w kanalizację, mieć dostęp do ciepłej i zimnej wody.

3.9. Wiwaria powinny być wyposażone w lokalną kanalizację, która obejmuje wszystkie etapy mechanicznego i biologicznego oczyszczania, ze względu na potencjalne zagrożenie odpadami nadających się do recyklingu, powstającymi podczas pracy wiwarium.

3.10. Instalacje kanalizacyjne należy projektować oddzielnie dla kanalizacji przemysłowej, bytowej i deszczowej.

Ilość i charakterystyka ścieków przemysłowych z mycia i dezynfekcji urządzeń technologicznych (klatki i inwentarz) oraz konstrukcji otaczających (podłogi i ściany) są akceptowane zgodnie z technologiczną częścią projektu. Ilość ścieków bytowych należy przyjąć zgodnie z SNiP 2.04.01-85 *.

3.11. W celu odprowadzania i zbierania ścieków po myciu i dezynfekcji urządzeń procesowych i podłóg konieczne jest zainstalowanie tac przykrytych wyjmowanymi płytami perforowanymi i drabinami. Nachylenie tac musi wynosić co najmniej 0,02.

3.12. Projektując lokalną sieć kanalizacyjną wiwariów należy przestrzegać następujących wymagań:

ścieki z pomieszczeń do spalania zwłok poddawane są sterylizacji w manzhus parą świeżą w temperaturze 120°C przez 30 minut lub w instalacji parowej w temperaturze 110°C przez 10 minut; w obecności szczególnie niebezpiecznych infekcji ścieki są sterylizowane w temperaturze 140 ° i 130 ° C odpowiednio przez 20 i 60 minut;

ścieki przemysłowe i bytowe z mycia posadzek oraz urządzeń do procesu mycia i dezynfekcji powinny być gromadzone w specjalnym zbiorniku i przed odprowadzeniem do kanalizacji zdezynfekowane preparatami zawierającymi chlor;

dreny deszczowe z terenu wiwariów wolnostojących, które są niekorzystne pod względem weterynaryjno-sanitarnym, podlegają dezynfekcji środkami chemicznymi;

powstały mechaniczno-biologiczny osad ściekowy jest spalany.

3.13. Główne przewody wentylacyjne nawiewno-wywiewne, energetyczne, wodociągowe i kanalizacyjne powinny znajdować się w specjalnych niszach w korytarzach i mieć swobodny dostęp do przeglądów i napraw.

3.14. Izolowane pomieszczenia do trzymania zwierząt doświadczalnych zakażonych kulturami patogenów szczególnie groźnych zakażeń lub substancji promieniotwórczych oraz izolatki wyposażone są w lokalne systemy wentylacyjne z filtrami, które zapewniają 100% oczyszczanie i dezynfekcję emitowanego powietrza. System wentylacji powinien zapewniać w tych pomieszczeniach obniżone (o 3-5 mm Hg) ciśnienie powietrza atmosferycznego w stosunku do innych pomieszczeń wiwarium. Wentylacja w tych pomieszczeniach przez otwieranie okien jest zabroniona.

4. Wyposażenie wiwarium i warunki przebywania zwierząt

4.1. Myszy, szczury, chomiki, świnki morskie i króliki są trzymane w klatkach zamontowanych na metalowych stojakach.

4.2. Regały ścienne lub inne powinny być wyposażone w zdejmowane wsporniki i ruchome półki, co pozwala na przekształcenie ich w klatki o różnych wymiarach z różnymi typami zwierząt laboratoryjnych.

4.3. Aby obliczyć powierzchnię produkcyjną, należy postępować zgodnie z następującymi standardami umieszczania zwierząt w klatkach (tabela).

Gatunki zwierząt	Minimalna powierzchnia dna klatki na zwierzę, cm2	Liczba zwierząt
		maksymalna dopuszczalna w klatce	za 1 m2 powierzchni podłogi
			65 dorosłych lub 240 młodych zwierząt
			20 dorosłych lub 100 młodych zwierząt
świnki morskie

Notatki.

1. W celu przybliżonego określenia obszaru produkcji należy przyjąć, że 1 g wagi zwierzęcia przypada na 1 cm2 powierzchni dna klatki.

2. Regały zlokalizowane są głównie wzdłuż ścian i powinny zajmować około 40% powierzchni produkcyjnej.

4.4. Psy umieszczane są w osobnych kabinach (boksy) ściśle indywidualnie. Wymiary pudełka muszą odpowiadać długości i wysokości zwierząt.

Wielkość pudełka dla dużych psów o wadze powyżej 22,5 kg - 1,2 × 1,8 m = 2,2 m2, dla średnich psów o wadze 16 - 22,5 kg - 1,2 × 1,5 m = 1,8 m2, małych o wadze 4,5 - 16 kg - 0,9 × 1,2 m = 1,1 m2. Szczelina między prętami wynosi 4,5 - 5,5 cm, średnica prętów metalowych 0,5 - 0,6 cm Ściany boczne są solidne. Na dolnej ścianie (podłodze) układane są drewniane tarcze.

Karmienie i pojenie - w boksie. Pomieszczenia do stroju spacerowego indywidualnego, w ilości do 2 m2 na zwierzę. Czas chodzenia - co najmniej 2 razy dziennie, czas trwania - co najmniej 20 minut. Należy zapewnić oddzielne przetrzymywanie samców od samic, szczeniąt i zwierząt agresywnych.

4.5. Na terenie wiwarium dla psów budowane są specjalne pokoje wyposażone w kabiny. Obudowy (chodniki) są przymocowane do kabin. Każdy pies powinien mieć własną wybieg.

Wymiary kabiny, m: długość - 2; szerokość - 1,5; wysokość ściany przedniej - 2,5 i tylnej - 1,5 - 2; wysokość drzwi kabiny - 1,7, szerokość - 0,7. Nad drzwiami kabiny zamontowana jest przeszklona rama. W dolnej części drzwi, montowanych w tylnej ścianie kabiny, która jest przednią ścianą obudowy, wykonany jest otwór w obudowie o wymiarach 40×50 cm, który zawieszony jest grubą szmatką dla ochrony przed zimową wodą. przeziębienie.

Wymiary obudowy, m: długość - 3, szerokość - 2, wysokość - 2,2. W jej przedniej ścianie wykonane są drzwi o wymiarach 1,8×0,7m.

4.6. Koty trzymane są w klatkach z pięcioma głowami, w których znajdują się półki (łóżka) o wystarczającej powierzchni, aby pomieścić wszystkie zwierzęta. Powierzchnia wybiegu dla jednego kota to 0,5 m2. Przed wejściem do woliery znajduje się siatkowy przedsionek.

4.7. W przypadku umieszczania zwierząt gospodarskich i ptaków w wiwariach do celów naukowych, pomieszczenia dla nich są budowane zgodnie z obowiązującymi normami projektowania technologicznego z zachowaniem norm zoohigienicznych określonych w tych normach.

5. Wstęp zwierząt do wiwarium

5.1. Uzupełnianie wiwarium zwierzętami i ptakami odbywa się ze specjalistycznych szkółek wolnych od chorób zakaźnych.

Zakup zwierząt i ptaków w innych organizacjach i osobach prywatnych jest dozwolony, jeśli nie ma możliwości zakupu ich w szkółkach i jeśli każdy zakup posiada certyfikat weterynaryjny dobrostanu organizacji (gospodarstwa, osoby prywatnej) na choroby zakaźne.

5.2. Zwierzęta przyjmowane są do wiwarium z zaświadczeniem weterynaryjnym lub dokumentami towarzyszącymi ze szkółki.

5.3. Zwierzęta otrzymane z matecznika umieszcza się w izolowanych sekcjach na okres trzech dni w celu przystosowania do nowych warunków. Kolejne okresy izolacji lub kwarantanny dla tych zwierząt są ustalane w zależności od warunków przetrzymywania zwierząt, charakteru nadchodzących doświadczeń, odległości, warunków transportu itp.

5.4. Dla zwierząt niepochodzących ze szkółek ustala się następujące warunki ich kwarantanny:

dla myszy i szczurów - 14 dni, dla świnek morskich i królików - 21 dni, dla psów i kotów - 30, dla innych zwierząt i ptaków - 21 dni.

W niektórych przypadkach, gdy w doświadczeniach wykorzystuje się ciężarne samice, noworodki i młode zwierzęta, a także w doświadczeniach krótkoterminowych, czas trwania kwarantanny można skrócić, jeśli zwierzęta te zostaną umieszczone w izolowanych pomieszczeniach i pod odpowiednim nadzorem.

5.5. W okresie kwarantanny zwierzęta podlegają codziennej obserwacji klinicznej: termometrii i rejestracji stanu ogólnego zwierząt w specjalnym dzienniku.

5.6. W sekcjach kwarantanny i eksperymentalnych zwierzęta umieszczane są w czystych, wstępnie zdezynfekowanych (autoklawowanych) klatkach.

5.7. Zwierzęta w budynku kwarantanny są pod opieką personelu przydzielonego do tych pomieszczeń.

5.8. Zabronione jest wynoszenie karmy, kombinezonu i sprzętu z pomieszczeń kwarantanny do innych pomieszczeń i sekcji dla zwierząt doświadczalnych.

5.9. W okresie kwarantanny przeprowadzana jest okresowa zmiana klatek. Pod koniec kwarantanny wypuszczone klatki i inwentarz trafiają do działu dezynfekcji i mycia.

Czyszczenie i mycie komórek i innego sprzętu z sekcji kwarantanny można przeprowadzić w dziale dezynfekcji ogólnej i mycia wiwarium dopiero po wstępnej dezynfekcji. Odpady muszą być również odkażone lub spalone. Metody dezynfekcji, dezynsekcji i tryb autoklawowania są ustalane każdorazowo w zależności od specyfiki placówki.

5.10. W okresie adaptacji lub kwarantanny zwierzęta z podejrzeniem chorób zakaźnych poddawane są badaniom bakteriologicznym. Po potwierdzeniu choroby zakaźnej myszy, szczury, chomiki, świnki morskie i króliki z całej przychodzącej partii są niszczone, a w przypadku psów, kotów i innych zwierząt okres kwarantanny wydłuża się w zależności od stwierdzonej choroby.

5.11. Pomieszczenia kwarantanny po każdej partii zwierząt przekazanych do eksperymentu oraz po każdym wykryciu chorób zakaźnych są dokładnie dezynfekowane.

5.12. W przypadku masowych chorób zwierząt obserwowanych w kwarantannie lub jeśli podczas eksperymentów wykryte zostaną pojedyncze przypadki chorób zakaźnych, które są szczególnie niebezpieczne dla zwierząt laboratoryjnych i ludzi, w wiwarium przeprowadza się niezbędny zestaw środków zapobiegawczych. W takim przypadku eksperymenty na zwierzętach są czasowo zawieszone.

5.13. Pod koniec okresu kwarantanny zwierzęta przenosi się do sekcji doświadczalnych.

6. Sposób działania i podstawowe zasady trzymania zwierząt

6.1. Zaleca się trzymanie zwierząt tylko jednego gatunku w każdym oddzielnym pomieszczeniu. Jeżeli zgodnie z warunkami eksperymentu konieczne jest trzymanie zwierząt laboratoryjnych różnych gatunków w jednej sekcji, należy je umieścić na różnych stojakach.

6.2. Każda klatka (pudełko, woliera itp.) musi mieć etykietę wskazującą dane dotyczące zwierzęcia i czas doświadczenia.

6.3. Zwierzęta i ptaki laboratoryjne trzymane są w klatkach z dnem litym na ściółce lub w klatkach z dnem siatkowym - podłoga. Jako ściółkę stosuje się zrębki, wióry lub torf ściółkowy. Ściółka jest wcześniej autoklawowana lub trzymana w suchej komorze grzewczej (w temperaturze 150-180°C przez 15-20 minut). Grubość warstwy ściółki w klatce wynosi 5 – 10 mm. Gdy zwierzęta trzymane są w klatkach z dnem siatkowym, ściółkę wylewa się na tacę (tacę) znajdującą się pod siatkową podłogą.

6.4. Wszelkie prace związane z opieką i utrzymaniem zwierząt laboratoryjnych są budowane zgodnie z codzienną rutyną i harmonogramem pracy zatwierdzonym przez kierownika tej placówki. Codzienna rutyna zapewnia czas na odkażanie pomieszczeń i sprzętu, dystrybucję paszy oraz prowadzenie prac eksperymentalnych i manipulacji.

6.5. Żywienie zwierząt laboratoryjnych odbywa się zgodnie z obowiązującymi normami.

6.6. Pasze i półprodukty przechowywane są w specjalnie do tego przeznaczonym pomieszczeniu. Dystrybucja paszy odbywa się w określony sposób.

W kuchni paszowej wiwarium dozwolone jest przechowywanie nie więcej niż dwóch do trzech dni zaopatrzenia w żywność. W przypadku karmienia zwierząt paszą granulowaną i jeśli w klatkach znajdują się leje paszowe, dozwolony jest wcześniejszy odbiór paszy z magazynu przez siedem do dziesięciu dni.

6.7. W kuchni paszowej oraz w spiżarni wiwarium do przechowywania zapasu paszy wyposażone są specjalne skrzynie (metalowe lub tapicerowane od wewnątrz cyną). Łatwo psująca się żywność jest przechowywana w lodówce. Dostawa pasz z magazynu realizowana jest przez specjalnie wyznaczony personel (pracownicy, którzy nie zajmują się bezpośrednio opieką nad zwierzętami).

6.8. Dystrybucja paszy w salach-sekcjach realizowana jest przez pracowników lub personel kuchenny specjalnie do tego przydzielonych w dezynfekowanych naczyniach (pojemnikach) przypisanych do każdej sekcji. Odpisywanie paszy odbywa się w określony sposób, zgodnie z rzeczywistą dostępnością zwierząt na każdy dzień.

6.9. Zabrania się wstępu do kuchni paszowej personelu opiekującego się zwierzętami laboratoryjnymi oraz osób nieuprawnionych.

6.10. Zaopatrzenie zwierząt laboratoryjnych w wodę pitną odbywa się z wodociągu, jakość wody musi być zgodna z SanPiN 2.1.4.1074-01.

6.11. Kiełkowanie ziarna na zielonej masie do żywienia zwierząt laboratoryjnych odbywa się w specjalnie do tego wyznaczonych pomieszczeniach. Dozwolone jest karmienie zwierząt masą korzeniową roślin w przypadku braku w niej pleśni.

6.12. Dystrybucja paszy i pojenie zwierząt powinna odbywać się dopiero po oczyszczeniu pomieszczeń, oczyszczeniu lub zmianie klatek oraz usunięciu brudnego sprzętu, tac ze ściółką i innych materiałów przeznaczonych do dezynfekcji lub usunięcia z sekcji.

6.13. Sprzątanie klatek i sprzątanie pomieszczeń odbywa się za pomocą inwentarza ściśle przypisanego do każdego pomieszczenia.

6.14. Przy okresowej zmianie klatek zwierzęta przesadza się 1-2 razy w tygodniu do wstępnie zdezynfekowanych klatek z przygotowaną ściółką, karmnikami i poidełkami. Brudne klatki wraz ze ściółką, karmnikami i poidłami przekazywane są do działu dezynfekcji i mycia w celu ich dalszej obróbki.

6.15. Komórki są codziennie czyszczone. Jednocześnie zanieczyszczona ściółka i inne odpady z klatek są gromadzone w specjalnych metalowych zbiornikach z pokrywkami. Zbiorniki są szczelnie zamykane i przekazywane do działu dezynfekcji i mycia.

6.16. W przypadku stosowania klatek z dnem siatkowym i tac izolowanych z klatek, te ostatnie są okresowo (przynajmniej raz w tygodniu) wymieniane na nowe. Brudne palety z pościelą przekazywane są do działu dezynfekcji i mycia w celu dalszej obróbki.

6.17. Kiedy jeden pracownik obsługuje kilka rodzajów zwierząt laboratoryjnych, najpierw przetwarzane są klatki ze świnkami morskimi, następnie klatki z myszami, szczurami i królikami, a na końcu pomieszczenia, w których trzymane są psy i koty.

6.18. Mycie i dezynfekcja klatek, karmników i poideł bezpośrednio na sekcjach jest zabronione.

6.19. Przed końcem dnia pracy w sekcjach podłoga jest czyszczona na mokro przy użyciu 1% roztworu chloraminy lub innego środka dezynfekującego. Przynajmniej raz w miesiącu odbywa się dzień sanitarny, podczas którego sprzątane są wszystkie pomieszczenia. Porządek dnia sanitarnego ustala kierownik wiwarium.

6.20. Dezynfekcja, czyszczenie i mycie klatek, karmników, poideł i innego sprzętu przeprowadzają pracownicy specjalnie przydzieleni do działu dezynfekcji i mycia. Kontrolę nad skutecznością czyszczenia i dezynfekcji inwentarza powierza lekarzowi weterynarii wiwarium.

6.21. Warunki zbierania, przechowywania, usuwania (lub usuwania) odpadów (ściółki, obornika, resztek paszy itp.) muszą być określone w każdym konkretnym przypadku w porozumieniu z lokalnymi władzami i instytucjami Rospotrebnadzor. Podczas pracy z zakażonym materiałem konieczne jest odkażanie odpadów poprzez autoklawowanie lub traktowanie roztworami dezynfekującymi.

6.22. Na oddziałach ze zwierzętami doświadczalnymi należy prowadzić stały monitoring reżimu temperatury i wilgotności. W celu kontroli jakości środowiska powietrza w pomieszczeniach, w których trzymane są zwierzęta, zaleca się okresowe (2-3 razy w miesiącu) oznaczanie stężenia szkodliwych gazów (dwutlenku i amoniaku).

6.23. Przekazywanie zwierząt do doświadczeń odbywa się według jednorazowych wymagań zgodnie z corocznym wnioskiem z laboratoriów, zatwierdzonym przez kierownika placówki. Praca ze zwierzętami jest dozwolona tylko w godzinach przewidzianych przez codzienną rutynę wiwarium.

6.24. W przypadku znalezienia chorych zwierząt w sekcjach, te ostatnie, za wiedzą eksperymentatora, są niszczone lub przenoszone na oddział izolacyjny. Kwestia dalszego wykorzystania chorych zwierząt zostaje rozwiązana w ciągu nie więcej niż dwóch dni.

6.25. Zwłoki zwierząt przechowuje się w specjalnej lodówce nie dłużej niż jeden dzień przed autopsją patoanatomiczną, po czym podlegają utylizacji. Przechowywanie zwłok zwierząt w klatkach i na podłodze w sekcjach doświadczalnych jest surowo zabronione.

6.26. Eksperymentator przeprowadza patologiczną autopsję anatomiczną zwierząt. W przypadku śmierci zwierzęcia, niezależnie od eksperymentu, przy sekcji zwłok obecny jest lekarz weterynarii wiwarium.

6.27. Każdy przypadek śmierci lub przymusowego uboju zwierząt musi być odnotowany w specjalnym dzienniku.

6.28. Zabrania się odwiedzania wiwarium przez osoby nieuprawnione bez specjalnego zezwolenia. Pracownicy instytucji wykonującej pracę w wiwarium są zobowiązani do:

przestrzegać ustalonych zasad codziennej rutyny i harmonogramu pracy wiwarium;

prowadzić systematyczne obserwacje swoich zwierząt doświadczalnych;

prowadzić podstawową dokumentację, terminowo wypełniać etykiety na klatkach ze zwierzętami doświadczalnymi;

odwiedzać tylko te pomieszczenia wiwarium, w których znajdują się zwierzęta przypisane do tego pracownika;

po zakończeniu eksperymentów lub jakiejkolwiek innej trwającej pracy ze zwierzętami doświadczalnymi opuścić miejsce pracy w należytym porządku;

monitorować terminowe odpisywanie zwierząt doświadczalnych, które opuściły eksperyment, upadły lub zostały zmuszone do ich zabicia;

poinformować specjalistów wiwaryjnych o wszystkich zaobserwowanych przypadkach chorób zwierząt doświadczalnych, a także niezwłocznie powiadomić specjalistów wiwaryjnych o rzekomych stanach patologicznych zwierząt zgodnie z warunkami eksperymentu.

6.29. Pracownikom instytucji wykonującej prace w wiwarium ze zwierzętami doświadczalnymi zabrania się wydawania pracownikom jakichkolwiek instrukcji dotyczących zmiany sposobu trzymania i karmienia zwierząt bez zgody specjalistów wiwarium.

6.30. Gdy pracownicy tej instytucji prowadzą wspólne badania na zwierzętach w innych instytucjach, zabrania się tym pracownikom w tym czasie pracy w (klinice) wiwarium ich instytutu (instytucji).

6.31. Wszelkie czynności, które mogą powodować ból zwierzętom laboratoryjnym (operacje, całkowite wykrwawienie, wszczepianie czujników itp., a także przymusowy ubój zwierząt) muszą być wykonywane przy użyciu środków znieczulających. Jeżeli, zgodnie z warunkami eksperymentu, stosowanie znieczulenia jest przeciwwskazane, wszystkie powyższe czynności należy wykonać tak szybko, jak to możliwe.

6.32. Podczas eksperymentu pracownik przeprowadzający ten eksperyment musi koniecznie przestrzegać następujących zasad humanitarnego traktowania zwierząt laboratoryjnych (doświadczalnych).

W przypadkach, gdy spodziewana jest interwencja chirurgiczna lub eksperyment ze stymulacją bólu, znieczulenie należy podać przed przywiązaniem zwierzęcia do maszyny.

Obliczenie ilości środka znieczulającego należy przeprowadzić na 1 kg lub 1 g masy zwierzęcia. Nazwę substancji i jej ilość należy zapisać nie tylko w protokole z eksperymentu, ale także na specjalnej mapie.

W trakcie eksperymentu, gdy okaże się on dłuższy niż pierwotnie obliczono, obowiązkowe jest dodatkowe podanie środków znieczulających.

Jeśli ostry eksperyment powinien zakończyć się śmiercią zwierzęcia, eksperymentator musi zabić zwierzę przed zakończeniem działania środka znieczulającego.

Po zakończeniu interwencji chirurgicznej zwierzę należy przenieść do sali pooperacyjnej na specjalnych noszach, co wyklucza możliwość przemieszczenia tkanek, rozbieżności szwów itp.

Eksperymentator musi przewidzieć możliwość pojawienia się bólu u zwierzęcia w okresie pooperacyjnym i przepisać środki przeciwbólowe.

7. Liczba uczestników wiwarium

7.1. Liczba osób towarzyszących wiwarium jest określana w zależności od objętości i charakteru badań doświadczalnych, a także od liczby zwierząt laboratoryjnych. W takim przypadku należy postępować zgodnie z następującymi normami dotyczącymi obciążenia zwierząt tego samego gatunku na opiekuna (z uwzględnieniem norm umieszczania zwierząt w klatkach).

Gatunki zwierząt
	Zwierząt
świnki morskie

Gdy jedna osoba obsługuje zwierzęta kilku gatunków, kalkulację przeprowadza się w oparciu o powyższe normy. W każdym konkretnym przypadku, ustalając normy obciążenia zwierząt na pracownika, należy wziąć pod uwagę rodzaj klatek, stopień mechanizacji procesów produkcyjnych, rodzaj żywienia (pasza naturalna lub granulowana), częstotliwość, charakter i charakterystyka badań itp.

7.2. Podczas pracy z substancjami radioaktywnymi lub szczególnie niebezpiecznymi infekcjami, a także przy trzymaniu gatunków zwierząt niewymienionych w tabeli. standardy obsługi ustala kierownik jednostki naukowej na podstawie terminów poszczególnych operacji oraz z uwzględnieniem aktualnych standardów obsługi zwierząt gospodarskich.

8. Zasady higieny osobistej dla pracowników wiwarium

8.1. Personelowi wiwarium należy zapewnić kombinezon, obuwie ochronne, mydło i ręczniki zgodnie z obowiązującymi przepisami.

8.2. W pomieszczeniach ze zwierzętami, w kuchni paszowej, w dziale dezynfekcji i mycia konieczne jest posiadanie roztworów dezynfekcyjnych do dezynfekcji rąk.

8.3. Personel wiwarium musi:

przed rozpoczęciem pracy zdjąć odzież wierzchnią, buty, założyć kombinezon, obuwie ochronne;

pod koniec pracy (najlepiej przed rozpoczęciem pracy) poddaj się zabiegowi w bloku sanitarnym (weź prysznic lub kąpiel);

wieszać domowe ubrania i kombinezony tylko w różnych sekcjach indywidualnej szafy;

okresowo (ale przynajmniej raz w miesiącu) dezynfekować poszczególne szafki;

pod koniec każdego indywidualnego etapu pracy zgodnie z codzienną rutyną, a także przed jedzeniem należy umyć i zdezynfekować ręce.

8.4. W pomieszczeniach produkcyjnych wiwarium surowo zabrania się jedzenia i palenia.

8.5. Osoby nowo zatrudnione do pracy ze zwierzętami laboratoryjnymi muszą przejść badanie lekarskie, które obejmuje testy na obecność patogenów gruźlicy oraz całej grupy infekcji jelitowych. Badania kontrolne przeprowadzane są co najmniej raz w roku. W wiwarium nie mogą pracować pacjenci z gruźlicą, chorobami wenerycznymi, skórnymi i innymi chorobami zakaźnymi.

8.6. Podczas przeprowadzania eksperymentów na zwierzętach z patogenami zakaźnymi, które są niebezpieczne dla ludzi, opiekunowie wiwarium poddawani są profilaktycznej immunizacji.

Bydło

Zwierzę oswaja się ściskając przegrodę nosową palcami, kleszczami Garmsa, Nikołajewa, pierścieniami w nosie lub ograniczając ruchy poprzez trzymanie go za rogi liną, za szyję, głowę i drugą pętlę wokół nosa. Kończyny tylne mocuje się pętlą linową, którą zakłada się na obie kończyny nieco powyżej stawów skokowych. Podczas czyszczenia i przycinania kopyt na kończynach miednicy zwierząt można przekręcić podudzie.

Byki są mocowane za pomocą kółek w nosie i mocnego kołnierza z łańcuszkiem.

Byki rozpłodowe, bez względu na ich usposobienie, przyprowadzane są do badania wyłącznie na kantarach i zawsze używają kija nośnego (karabińczyka) o długości ok. 2 m, który jest przymocowany do kolczyka nosowego, co zapobiega nagłemu atakowi zwierzęcia na człowieka.

Cielęta trzymane są za ręce za szyję, uszy lub za pomocą ślepej pętli na szyję ze specjalnym węzłem i przywiązane liną do stojaka.

Zwierzęta są unieruchamiane w pozycji stojącej poprzez uchwycenie górnej szczęki metalową linką i uchwytem na rączkę lub w maszynie o prostej konstrukcji.

Wygodne jest trzymanie tuczników młodych i loszek szczypcami zaproponowanymi przez K.P. Sołowiow. Ostrożność jest wymagana podczas obchodzenia się z knurami, starymi świniami i lochami w laktacji, zwłaszcza unieruchomionymi w kojcach.

Kozy i owce

Zwierzęta trzymane są za rogi lub szyję. Jeśli to konieczne, przymocuj w pozycji leżącej na stole.

Konie są unieruchomione tak, aby nie mogły uderzać przednimi i tylnymi kończynami ani gryźć. Do koni należy podchodzić lekko z boku, w kierunku łopatki i łopatki, najlepiej z lewej strony, gdyż koń przyzwyczaja się do tego podczas pracy. Podchodzą do głowy, lewą ręką chwytają kantar, uzdę lub grzywę, a prawą ręką głaszczą i poklepują szyję, kłąb, a następnie łopatkę i bark. Jeśli zwierzę jest trzymane w boksie bez smyczy, należy je przywołać, aby zwrócić na siebie uwagę, przywołać je, wypowiadając czułe słowa. Konieczne jest, aby koń stał głową w kierunku osoby.

Do zwierzęcia znajdującego się w maszynie lub na sprzęgu nie należy podchodzić od tyłu, ale nieco z boku od strony, na którą patrzy.

Podczas termometrii, badania odbytnicy i różnych manipulacji medycznych, w celu zapewnienia bezpieczeństwa pracy lekarza weterynarii, konieczne jest podniesienie kończyny piersiowej od strony, z której specjalista manipuluje lub zakłada zakładanie na jedną lub obie zadnie. odnóża.

Kończynę piersiową mocuje się poprzez uniesienie jej szczoteczką lub częścią domniemaną i zgięcie w stawie nadgarstkowym. Jednocześnie stoją z boku zwierzęcia plecami do jego głowy. Podniesioną kończynę trzyma się dwiema rękami, a podczas długotrwałych manipulacji - za pomocą szpachli lub liny rzuconej na plecy. Nie można położyć podniesionej kończyny zwierzęcia na kolanie, ponieważ zwierzę ma czwarty punkt podparcia, który nie jest bezpieczny dla ludzi. Liny nie należy przywiązywać do żadnego przedmiotu ani owijać wokół ciała zwierzęcia, gdyż w przypadku nieoczekiwanego upadku koń nie będzie w stanie szybko uwolnić kończyny. Podczas badania tylnych części ciała kończyna miednicy jest unieruchomiona. Stojąc przy zadzie konia przodem do ogona, jedną ręką opierają się o maklok, a drugą lekko poklepują nogę od góry do dołu, podnoszą ją, zapinają pas szpachlowy lub zakładają pętlę linową, która jest następnie przechodził między kończynami przednimi, krążył wokół szyi i wiązał nierozciągającą się pętlą. W badaniu koni upartych i oswajania niespokojnych używa się skrętów i szczypiec. Aby zastosować skręt, musisz włożyć rękę w pętlę skrętu. Chwyć górną wargę, pociągnij ją do przodu, lewą ręką przesuń pętlę skrętną na wargę i mocno ją zakręć. Zwierzęta można bezpiecznie umocować w specjalnych maszynach. W maszynie zaleca się przywiązać konia do naciągu, a do upartego zwierzęcia, aby się nie załamał, założyć pasy pod brzuch.

wielbłądy

Wielbłądy są sprowadzane do badań na kantar. Do wielbłądów należy podchodzić ostrożnie, najlepiej z boku (od strony kończyn klatki piersiowej). Metody oswajania tych zwierząt są takie same jak bydła i koni. Należy wziąć pod uwagę specyficzne cechy zachowania tych zwierząt. Pożądane jest, aby personel, który stale się nimi opiekował, był zaangażowany w naprawianie wielbłądów.

Ptak jest unieruchomiony, trzymając się w naturalnej pozycji za kończyny i skrzydła, bez ściskania klatki piersiowej, aby uniknąć uduszenia. Podczas pracy z ptactwem wodnym (gęsi, kaczki) należy trzymać głowę, aby uniknąć ciosu w oko i wykonywać manipulacje na wyciągnięcie ręki.

zwierzęta futerkowe

Zwierzęta trzymane są specjalnymi szczypcami lub dłońmi w płóciennych (z bawełnianą podszewką) rękawiczkach. Kładą go na stole i trzymają jedną ręką za szyję, drugą za tułów. Jamę ustną można otworzyć za pomocą ziewników zaprojektowanych przez V.L. Berestow, zaleca się stosowanie specjalnych kagańców. Można umocować zwierzęta w siatkowych pułapkach, zastosować środki przeciwbólowe lub uspokajające z miejscowym znieczuleniem, a także środek znieczulający.

Z pomocą właściciela zakłada się zwierzętom kaganiec lub zawiązuje pysk mocnym warkoczem. W tym celu na szczęki nakłada się warkocz od góry, zawiązuje prostym węzłem pod dolną szczęką, a następnie mocuje z tyłu głowy węzłem morskim. Jeśli podejrzewa się wściekliznę, a także wściekłe i niespokojne psy, lepiej umieścić je w specjalnej metalowej klatce, której jedna strona porusza się i szczypie. Aby unieruchomić psy w pozycji leżącej, wykorzystywany jest stół operacyjny dla małych zwierząt, który pozwala na ustawienie im dowolnej pozycji dogodnej do pracy.

Podczas bolesnych manipulacji zwierzęta są mocowane w specjalnym rękawie z tkaniny lub owijane ręcznikiem, pozostawiając wolną część ciała do zbadania. Pysk można zawiązać jak pies, a nogi przymocować rękami w skórzanych lub gumowych rękawiczkach.

. SNiP 23.05-95. Oświetlenie naturalne i sztuczne.

. OSN-APK 2.10.24.001-04. Normy branżowe dotyczące oświetlenia przedsiębiorstw rolnych, budynków i budowli.

. SNiP 2.04.01-85*. Wewnętrzna instalacja wodno-kanalizacyjna budynków.

. SanPiN 2.1.4.1074-01. Woda pitna. Wymagania higieniczne dotyczące jakości wody w scentralizowanych systemach zaopatrzenia w wodę pitną. Kontrola jakości.

2019-01-10T13:50:20+03:00

Króliki, szczury, psy, koty od dziesięcioleci są wykorzystywane w eksperymentach przez instytuty badawcze i inne organizacje. Żyją w wiwariach - specjalnych pomieszczeniach do trzymania zwierząt laboratoryjnych. Na te pomieszczenia stawiane są specjalne wymagania i opieka nad samymi zwierzętami – w końcu czystość eksperymentu często zależy od zachowania idealnego zdrowia zwierząt.

Zasady trzymania zwierząt laboratoryjnych zależą od cech gatunku i podgatunku zwierzęcia, w niektórych przypadkach - jego rasy, wielkości, cech fizjologicznych (jeśli mówimy o psach). Mają wszystko, czego potrzebują: przestrzeń, światło słoneczne, świeże powietrze, żywność i wodę. Specjalne (wspólne dla wszystkich zwierząt) wymagania są nałożone na pomieszczenie, w którym będą przebywać - wiwarium.

Wiwarium powinno znajdować się w suchym miejscu, na wzgórzu. Niziny, piwnice i inne pomieszczenia, początkowo nienadające się do trzymania zwierząt, nie mogą być wykorzystywane.

W pobliżu wiwarium powinna znajdować się działka chroniona przed wiatrem. Aby to zrobić, na obwodzie buduje się ślepe ogrodzenie. Przy wejściu do budynku budowane są obudowy lub klatki. W razie potrzeby nad nimi montowany jest baldachim.

Samo wiwarium podzielone jest na dwie części. Przede wszystkim same zwierzęta. Drugi posiada pomieszczenia gospodarcze.

Jak trzymane są zwierzęta?

Na zewnątrz budynku możesz trzymać króliki i psy. Pierwsze umieszcza się w klatkach, drugie - w wolierach w okolicy.

Główna część budynku podzielona jest na pomieszczenia, z których każde może pomieścić tylko jeden rodzaj zwierzęcia. Na przykład jeden pokój jest wyposażony dla psów, drugi - dla małp, trzeci - dla kotów. Gryzonie (duże białe szczury, chomiki, świnki morskie) różnych gatunków mogą być trzymane w tym samym pomieszczeniu - ze względu na ich wielkość.

Dlaczego potrzebne są pomieszczenia gospodarcze?

• Kuchnia i spiżarnia. Jedzenie jest przechowywane w spiżarni, a gotowanie odbywa się w kuchni, która znajduje się w pobliżu.
• Pokój personelu. Tutaj pracownicy wiwarium przebierają się, zostawiają rzeczy codziennego użytku i przechowują kombinezony i obuwie ochronne. Prysznic musi być dołączony do pokoju.
• Kwarantanna. Jest to pierwsze pomieszczenie, w którym umieszcza się zwierzę, gdy po raz pierwszy zostaje przywiezione do wiwarium. Tutaj jest testowany na choroby zakaźne. Po kwarantannie zostaje wysłany do głównej części budynku.
• Izolator. Chore zwierzęta z głównej części wiwarium umieszczane są w izolatce.
• Klinika. To pomieszczenie, do którego zabiera się zwierzęta po zabiegach chirurgicznych i eksperymentach. Tutaj są trzymane, aż wrócą do normy.
• Sekcyjny. Jest to pomieszczenie do przechowywania zwłok, przenosi się tu martwe zwierzęta. W tym miejscu dokonuje się otwarcia.
• Pomieszczenia do mycia sprzętu, klatek i kombinezonów. Powinno być wszystko do dezynfekcji sprzętu.
• Krematorium Specjalne pomieszczenie do usuwania zwłok. Wyposażony w piekarnik i związany z nim sprzęt.
• Pomieszczenie do mycia zwierząt. Utrzymanie zwierząt w czystości jest jednym z niezbędnych warunków pracy ze zwierzętami laboratoryjnymi.

Wszystkie pomieszczenia, w których badani są tymczasowo lub na stałe umieszczeni, muszą mieć zagrody lub klatki. Tutaj tworzone są wszystkie warunki do normalnego utrzymania zwierząt laboratoryjnych.

Wymagania techniczne dotyczące wiwarium

Utrzymanie zwierząt laboratoryjnych w wiwariach jest potencjalnie niebezpieczne dla otoczenia i przebywających na nim ludzi. Martwe lub chore króliki, psy, koty mogą stać się źródłem infekcji. A jeśli szczepionki lub inne leki przeciwko chorobom zakaźnym są testowane w laboratorium, o bezpieczeństwo należy zadbać podwójnie.

W szczególności wiwarium musi mieć wodoodporne podłogi. W ich produkcji wykonuje się lekkie nachylenie - aby wilgoć spływała do kanalizacji. Podłogi mogą być wykonane z betonu, asfaltu, plastiku, płytek. Ściany wykończone są również materiałem odpornym na wilgoć i inne płyny: farba olejna, panele plastikowe, płytki.

Systemy inżynieryjne:

• Kanalizacja wiwarium powinna być oddzielona od ogólnej. Ścieki są dezynfekowane przed wejściem do ogólnego systemu. System musi również zapewniać szerokie odpływy.
• Wentylacja, zgodnie z zasadami trzymania zwierząt laboratoryjnych, powinna być reprezentowana przez dwa systemy - naturalny oraz nawiewno-wywiewny.
• Budynek wyposażony jest w centralne ogrzewanie, które zapewnia temperaturę od +12 do +18 stopni Celsjusza.

Specjalne pomieszczenia do trzymania zwierząt laboratoryjnych

Oprócz wyżej wymienionych pomieszczeń wiwarium może posiadać dodatkowe pomieszczenia, w których trzymane są zwierzęta z groźnymi chorobami zakaźnymi i skażeniem radioaktywnym. Muszą być odizolowane od innych pomieszczeń i wyposażone w lodówkę. Zazwyczaj przylegają do nich sale operacyjne.

Psy, koty, gryzonie i ich zawartość

Jak już wspomnieliśmy, różne rodzaje zwierząt wymagają własnego podejścia do utrzymania i diety. Porozmawiajmy o podstawowych wymaganiach dotyczących trzymania kotów, psów i gryzoni.

Psy

Minimalny rozmiar komórki wynosi 1,5 na 1,2 metra, podłoga w niej jest izolowana, wykonana z lekkim nachyleniem. Jest regularnie myty i dezynfekowany, a same zwierzęta kąpane.

W wielu przypadkach psy są „uciszane”: przeprowadza się operację na strunach głosowych w znieczuleniu miejscowym i morfinie. Zmniejsza to poziom hałasu w wiwarium z dużą liczbą psów, ale sprawia, że ​​nie nadają się one do skomplikowanych eksperymentów: po operacji u zwierząt może wystąpić niewydolność oddechowa.

koty

Koty źle znoszą klatki, dlatego umieszcza się je w całych pomieszczeniach. Zwierzęta mogą po nich swobodnie wędrować. Pomieszczenie powinno być ciepłe i jasne, nie duszne. Na ścianach zainstalowane są półki, na których koty mogą siedzieć. Na podłodze umieszczana jest skrzynia z wypełniaczem - kuweta dla kota. Toaleta jest regularnie czyszczona, zapach usuwany jest za pomocą środków chemicznych.

Wspólna pielęgnacja kotów i kotów jest dopuszczalna po kastracji. Przed eksperymentami zwierzęta są przez pewien czas trzymane w laboratorium, dopóki się do tego nie przyzwyczają.

Gryzonie i króliki

Małe zwierzęta - od królików i dużych białych szczurów po myszy - mogą być trzymane w tym samym pomieszczeniu, nawet jeśli należą do różnych gatunków. Umieszcza się je w klatkach, klatki montuje się na stojakach - 30-50 cm od ścian i 50-70 cm od podłogi. Zapewnij przejście między stojakami - szerokość 1 metra.

Komórki są wybierane według wielkości i liczby zwierząt. Wykonane są ze stali, cyny, plastiku. Ważne jest, aby materiał był wystarczająco mocny. Tutaj stawiają miskę do picia i karmnik, na ścianie zainstalowano tabliczkę z informacją o zwierzętach.

Króliki i świnki morskie można trzymać zarówno w domu, jak i na zewnątrz. Silniejsze i zdrowsze zwierzęta dorastają na świeżym powietrzu i słońcu.